A central question in developmental biology is whether and how mechanical forces serve as cues for cellular behavior and thereby regulate morphogenesis. We found that morphogenesis at the Arabidopsis shoot apex depends on the microtubule cytoskeleton, which in turn is regulated by mechanical stress. A combination of experiments and modeling shows that a feedback loop encompassing tissue morphology, stress patterns, and microtubule-mediated cellular properties is sufficient to account for the coordinated patterns of microtubule arrays observed in epidermal cells, as well as for patterns of apical morphogenesis.

Morphogenesis during multicellular development is regulated by intercellular signaling molecules as well as by the mechanical properties of individual cells. In particular, normal patterns of organogenesis in plants require coordination between growth direction and growth magnitude. How this is achieved remains unclear. Here we show that in Arabidopsis thaliana, auxin patterning and cellular growth are linked through a correlated pattern of auxin efflux carrier localization and cortical microtubule orientation. Our experiments reveal that both PIN1 localization and microtubule array orientation are likely to respond to a shared upstream regulator that appears to be biomechanical in nature. Lastly, through mathematical modeling we show that such a biophysical coupling could mediate the feedback loop between auxin and its transport that underlies plant phyllotaxis.

Although it is a central question in biology, how cell shape controls intracellular dynamics largely remains an open question. Here, we show that the shape of Arabidopsis pavement cells creates a stress pattern that controls microtubule orientation, which then guides cell wall reinforcement. Live-imaging, combined with modeling of cell mechanics, shows that microtubules align along the maximal tensile stress direction within the cells, and atomic force microscopy demonstrates that this leads to reinforcement of the cell wall parallel to the microtubules. This feedback loop is regulated: cell-shape derived stresses could be overridden by imposed tissue level stresses, showing how competition between subcellular and supracellular cues control microtubule behavior. Furthermore, at the microtubule level, we identified an amplification mechanism in which mechanical stress promotes the microtubule response to stress by increasing severing activity. These multiscale feedbacks likely contribute to the robustness of microtubule behavior in plant epidermis.

Thymic development of committed pro-T-cells from multipotent hematopoietic precursors offers a unique opportunity to dissect the molecular circuitry establishing cell identity in response to environmental signals. This transition encompasses programmed shutoff of stem/progenitor genes, upregulation of T-cell specification genes, extensive proliferation, and commitment after a delay. We have incorporated these factors, as well as new single cell gene expression and developmental kinetics data, into a three-level dynamic model of commitment based upon regulation of the commitment gene Bcl11b. The first level is a core gene regulatory network architecture determined by transcription factor perturbation data, the second a stochastically controlled epigenetic gate, and the third a proliferation model validated by growth and commitment kinetics measured at single-cell levels. Using expression values consistent with single molecule RNA-FISH measurements of key transcription factors, this single-cell model exhibits state switching consistent with measured population and clonal proliferation and commitment times. The resulting multi-scale model provides a powerful mechanistic framework for dissecting commitment dynamics.

Many cell functions rely on the ability of microtubules to self-organize as complex networks. In plants, cortical microtubules are essential to determine cell shape as they guide the deposition of cellulose microfibrils, and thus control mechanical anisotropy in the cell wall. Here we analyze how, in turn, cell shape may influence microtubule behavior. Using a computational model of microtubules enclosed in a three-dimensional space, We show that the microtubule network has spontaneous configurations that could explain many experimental observations without resorting to specific regulation. In particular, we find that the preferred localization of microtubules at the cortex emerges from directional persistence of the microtubules, combined with their growth mode. We identified microtubule parameters that seem relatively insensitive to cell shape, such as length or number. In contrast, microtubule array anisotropy depends strongly on local curvature of the cell surface and global orientation follows robustly the longest axis of the cell. Lastly, we found that the network is capable of reorienting toward weak external directional cues. Altogether our simulations show that the microtubule network is a good transducer of weak external polarity, while at the same time, it easily reaches stable global configurations.