CRISPR-Cas systems provide microbes with adaptive immunity to infectious nucleic acids and are widely employed as genome editing tools. These tools use RNA-guided Cas proteins whose large size (950 to 1400 amino acids) has been considered essential to their specific DNA- or RNA-targeting activities. Here we present a set of CRISPR-Cas systems from uncultivated archaea that contain Cas14, a family of exceptionally compact RNA-guided nucleases (400 to 700 amino acids). Despite their small size, Cas14 proteins are capable of targeted single-stranded DNA (ssDNA) cleavage without restrictive sequence requirements. Moreover, target recognition by Cas14 triggers nonspecific cutting of ssDNA molecules, an activity that enables high-fidelity single-nucleotide polymorphism genotyping (Cas14-DETECTR). Metagenomic data show that multiple CRISPR-Cas14 systems evolved independently and suggest a potential evolutionary origin of single-effector CRISPR-based adaptive immunity.

ABSTRACT Interferon-induced transmembrane proteins (IFITMs) are S -palmitoylated proteins in vertebrates that restrict a diverse range of viruses. S -palmitoylated IFITM3 in particular directly engages incoming virus particles, prevents their cytoplasmic entry, and accelerates their lysosomal clearance by host cells. However, the precise molecular mechanisms of action for IFITM-mediated viral restriction are still unclear. To investigate how site-specific S -palmitoylation controls IFITM3 antiviral activity, here we employed computational, chemical, and biophysical approaches to demonstrate that site-specific lipidation of IFITM3 at highly conserved cysteine 72 modulates its conformation and interaction with lipid membranes leading to enhanced antiviral activity of IFITM3 in mammalian cells. Collectively, our results demonstrate that site-specific S -palmitoylation of IFITM3 directly alters its biophysical properties and activity in cells to prevent virus infection.

Most type V CRISPR-Cas interference proteins use a single RuvC active site to make RNA-guided breaks in double-stranded DNA substrates, an activity essential for both bacterial immunity and genome editing applications. The best-studied of these enzymes, Cas12a, initiates DNA cutting by forming a 20-nucleotide R-loop in which the guide RNA displaces one of the DNA strands of a double-helical substrate, positioning the DNase active site for first-strand cleavage. However, crystal structures and biochemical data have not explained how the second strand is cut to complete the double-strand break. Here, we show that Cas12a-mediated R-loop formation destabilizes DNA at the second-strand cleavage site, which is located outside of the R-loop structure and beyond the 3′ end of the guide RNA. Chemical and fluorescent DNA probes reveal that this destabilization is an intrinsic feature of DNA flanking the RNA-3′ side of R-loops and does not require direct protein interactions. Interestingly, DNA flanking the RNA-5′ side of R-loops is not intrinsically unstable. This asymmetry in R-loop structure may explain the uniformity of guide RNA architecture and the single-active-site cleavage mechanism that are fundamental features of all type V CRISPR-Cas systems.