Leber's hereditary optic neuropathy is a maternally inherited blinding disease caused as a result of homoplasmic point mutations in complex I subunit genes of mitochondrial DNA. It is characterized by incomplete penetrance, as only some mutation carriers become affected. Thus, the mitochondrial DNA mutation is necessary but not sufficient to cause optic neuropathy. Environmental triggers and genetic modifying factors have been considered to explain its variable penetrance. We measured the mitochondrial DNA copy number and mitochondrial mass indicators in blood cells from affected and carrier individuals, screening three large pedigrees and 39 independently collected smaller families with Leber's hereditary optic neuropathy, as well as muscle biopsies and cells isolated by laser capturing from post-mortem specimens of retina and optic nerves, the latter being the disease targets. We show that unaffected mutation carriers have a significantly higher mitochondrial DNA copy number and mitochondrial mass compared with their affected relatives and control individuals. Comparative studies of fibroblasts from affected, carriers and controls, under different paradigms of metabolic demand, show that carriers display the highest capacity for activating mitochondrial biogenesis. Therefore we postulate that the increased mitochondrial biogenesis in carriers may overcome some of the pathogenic effect of mitochondrial DNA mutations. Screening of a few selected genetic variants in candidate genes involved in mitochondrial biogenesis failed to reveal any significant association. Our study provides a valuable mechanism to explain variability of penetrance in Leber's hereditary optic neuropathy and clues for high throughput genetic screening to identify the nuclear modifying gene(s), opening an avenue to develop predictive genetic tests on disease risk and therapeutic strategies.

Classically, follicle stimulating hormone receptor (FSHR) driven cAMP-mediated signaling boosts human ovarian follicle growth and would be essential for oocyte maturation. However, contradicting in vitro suggest a different view on physiological and clinical significance of FSHR-mediated cAMP signaling. We found that the G protein coupled estrogen receptor (GPER) heteromerizes with FSHR, reprogramming cAMP/death signals into proliferative stimuli fundamental for sustaining oocyte survival. In human granulosa cells, survival signals are effectively delivered upon equal expression levels of both receptors, while they are missing at high FSHR:GPER ratio, which negatively impacts follicle maturation and strongly correlates with FSH responsiveness of patients undergoing controlled ovarian stimulation. Consistent with high FSHR expression levels during follicular selection, cell viability is dramatically reduced in FSHR overexpressing cells due to preferential coupling to the Gαs protein/cAMP pathway. In contrast, FSHR/GPER heteromer formation resulted in FSH-triggered anti-apoptotic/proliferative signaling delivered via the Gβγ dimer while heteromer impairment or GPER-associated Gαs inhibitory protein complexes resulted in cell death. GPER-depleted granulosa cells have an amplified FSH-dependent decrease in cell viability and steroidogenesis, consistent with the requirement of estrogen signaling for successful oocyte growth. Therefore, our findings indicate how oocyte maturation depends on the capability of GPER to shape FSHR selective signals, indicating hormone receptor heteromers may be a marker of cell proliferation.### Competing Interest StatementML and GO are Merck Serono SpA employes without any conflict of interest. All other authors declare to have no conflict of interests.