A deficiency of the protein dystrophin has recently been shown to be the probable cause of Duchenne's muscular dystrophy. We sought to determine the relation between the clinical phenotype and the status of dystrophin in muscle-biopsy specimens from 103 patients with various neuromuscular disorders. We found very low levels (<3 percent of normal levels) or no dystrophin in the severe Duchenne phenotype (35 of 38 patients), low concentrations of dystrophin in the intermediate (outlier) phenotype (4 of 7), and dystrophin of abnormal molecular weight in the mild Becker phenotype (12 of 18). Normal levels of dystrophin of normal molecular weight were found in nearly all the patients (38 of 40) with 20 other neuromuscular disorders we studied. These data show the clinical consequences of both quantitative alterations (in Duchenne's and intermediate dystrophy) and qualitative alterations (in Becker's dystrophy) in a single protein. The biochemical assay for dystrophin should prove helpful in delineating myopathies that overlap clinically with Duchenne's and Becker's dystrophies, and it shows promise as an accurate diagnostic tool. (N Engl J Med 1988; 318:1363–8.)

It is intuitive to speculate that nutrient availability may influence differentiation of mammalian cells. Nonetheless, a comprehensive complement of the molecular determinants involved in this process has not been elucidated yet. Here, we have investigated how nutrients (glucose) affect skeletal myogenesis. Glucose restriction (GR) impaired differentiation of skeletal myoblasts and was associated with activation of the AMP-activated protein kinase (AMPK). Activated AMPK was required to promote GR-induced transcription of the NAD+ biosynthetic enzyme Nampt. Indeed, GR augmented the Nampt activity, which consequently modified the intracellular [NAD+]:[NADH] ratio and nicotinamide levels, and mediated inhibition of skeletal myogenesis. Skeletal myoblasts derived from SIRT1+/− heterozygous mice were resistant to the effects of either GR or AMPK activation. These experiments reveal that AMPK, Nampt, and SIRT1 are the molecular components of a functional signaling pathway that allows skeletal muscle cells to sense and react to nutrient availability.

Dystrophin is the altered gene product in Duchenne muscular dystrophy (DMD). We used polyclonal antibodies against dystrophin to immunohistochemically localize the protein in human muscle. In normal individuals and in patients with myopathies other than DMD, dystrophin was localized to the sarcolemma of the fibers. The protein was absent or markedly deficient in DMD. The sarcolemmal localization of dystrophin is consistent with other evidence that there are structural and functional abnormalities of muscle surface membranes in DMD.

Sir2 is a NAD(+)-dependent histone deacetylase that controls gene silencing, cell cycle, DNA damage repair, and life span. Prompted by the observation that the [NAD(+)]/[NADH] ratio is subjected to dynamic fluctuations in skeletal muscle, we have tested whether Sir2 regulates muscle gene expression and differentiation. Sir2 forms a complex with the acetyltransferase PCAF and MyoD and, when overexpressed, retards muscle differentiation. Conversely, cells with decreased Sir2 differentiate prematurely. To inhibit myogenesis, Sir2 requires its NAD(+)-dependent deacetylase activity. The [NAD(+)]/[NADH] ratio decreases as muscle cells differentiate, while an increased [NAD(+)]/[NADH] ratio inhibits muscle gene expression. Cells with reduced Sir2 levels are less sensitive to the inhibition imposed by an elevated [NAD(+)]/[NADH] ratio. These results indicate that Sir2 regulates muscle gene expression and differentiation by possibly functioning as a redox sensor. In response to exercise, food intake, and starvation, Sir2 may sense modifications of the redox state and promptly modulate gene expression.

We used expression profiling to define the pathophysiological cascades involved in the progression of two muscular dystrophies with known primary biochemical defects, dystrophin deficiency (Duchenne muscular dystrophy) and α-sarcoglycan deficiency (a dystrophin-associated protein). We employed a novel protocol for expression profiling in human tissues using mixed samples of multiple patients and iterative comparisons of duplicate datasets. We found evidence for both incomplete differentiation of patient muscle, and for dedifferentiation of myofibers to alternative lineages with advancing age. One developmentally regulated gene characterized in detail, α-cardiac actin, showed abnormal persistent expression after birth in 60% of Duchenne dystrophy myofibers. The majority of myofibers (∼80%) remained strongly positive for this protein throughout the course of the disease. Other developmentally regulated genes that showed widespread overexpression in these muscular dystrophies included embryonic myosin heavy chain, versican, acetylcholine receptor α-1, secreted protein, acidic and rich in cysteine/osteonectin, and thrombospondin 4. We hypothesize that the abnormal Ca2+ influx in dystrophin- and α-sarcoglycan–deficient myofibers leads to altered developmental programming of developing and regenerating myofibers. The finding of upregulation of HLA-DR and factor XIIIa led to the novel identification of activated dendritic cell infiltration in dystrophic muscle; these cells mediate immune responses and likely induce microenvironmental changes in muscle. We also document a general metabolic crisis in dystrophic muscle, with large scale downregulation of nuclear-encoded mitochondrial gene expression. Finally, our expression profiling results show that primary genetic defects can be identified by a reduction in the corresponding RNA.