Abstract Background Allogeneic hematopoietic stem cell transplants (allo-HSCTs) dramatically reduce HIV reservoirs in antiretroviral therapy (ART) suppressed individuals. However, the mechanism(s) responsible for these post-transplant viral reservoir declines are not fully understood but may include pre-transplant conditioning regimens, ART-mediated protection of donor cells, and graft-versus-host (GvH) responses. Therefore, we modeled allo-HSCT in ART-suppressed simian-human immunodeficiency virus (SHIV)-infected Mauritian cynomolgus macaques (MCMs) to illuminate factors contributing to transplant-induced viral reservoir decay. Results We infected four MCMs with CCR5-tropic SHIV162P3 and started ART 6-16 weeks post-infection (p.i.) to establish robust viral reservoirs. We maintained the MCMs on continuous ART during myeloablative conditioning with total body irradiation (TBI) and while transplanting allogeneic MHC-matched α/β T cell-depleted bone marrow cells. Post-transplant, we prophylactically treated the MCMs with cyclophosphamide and tacrolimus to prevent GvH disease (GvHD). The transplants produced ~85% whole blood donor chimerism without causing high-grade GvHD. Consequently, three MCMs had undetectable SHIV DNA in their peripheral blood mononuclear cells post-transplant. However, SHIV-harboring cells persisted in various tissues. We detected viral DNA in lymph node biopsies and terminal analyses of tissues between 38 and 62 days post-transplant. Further, we removed ART from one MCM at 63 days post-transplant, resulting in viral rebound within seven days and viral loads nearing 1×10 8 SHIV RNA copies/ml of plasma after treatment interruption. Conclusions Our results indicate that myeloablative conditioning and maintaining ART through the peri-transplant period alone are insufficient for eradicating latent viral reservoirs early after allo-HSCTs. Furthermore, our findings suggest that extended ART and GvH responses may be necessary to substantially deplete viral reservoirs after allo-HSCTs.

Abstract Adoptive therapies with genetically modified somatic T cells rendered HIV resistant have shown promise for AIDS therapy. A renewable source of HIV resistant human T cells from induced pluripotent stem cells (iPSCs) would further facilitate and broaden the applicability of these therapies. Here, we report successful targeting of the CCR5 locus in iPSCs generated from peripheral blood T cells (T-iPSCs) or fibroblasts (fib-iPSCs) from Mauritian Cynomolgus macaques (MCM), using CRISPR/Cas9 technology. We found that CCR5 editing does not affect pluripotency or hematopoietic and T cell differentiation potentials of fib-iPSCs. However, deletion of CCR5 in T-iPSCs leads to selective loss of their T cell redifferentiation potential without affecting myeloid development. T cells and macrophages produced from CCR5-edited MCM- iPSCs did not support replication of the CCR5-tropic simian immunodeficiency viruses SIVmac239 (T-cell tropic) and SIVmac316 (macrophage-tropic). Overall, these studies provide a platform for further exploration of AIDS therapies based on gene-edited iPSCs in a nonhuman primate preclinical model.