The Ah receptor (AHR) is a ligand-activated transcription factor that mediates a pleiotropic response to environmental contaminants such as benzo[a]pyrene and 2,3,7,8-tetrachlorodibenzo-p-dioxin. In an effort to gain insight into the physiological role of the AHR and to develop models useful in risk assessment, gene targeting was used to inactivate the murine Ahr gene by homologous recombination. Ahr-/- mice are viable and fertile but show a spectrum of hepatic defects that indicate a role for the AHR in normal liver growth and development. The Ahr-/- phenotype is most severe between 0-3 weeks of age and involves slowed early growth and hepatic defects, including reduced liver weight, transient microvesicular fatty metamorphosis, prolonged extramedullary hematopoiesis, and portal hypercellularity with thickening and fibrosis.

Peroxisome proliferator activated-receptor (PPAR) isoforms, α and γ, function as important coregulators of energy (lipid) homeostasis. PPARα regulates fatty acid oxidation primarily in liver and to a lesser extent in adipose tissue, whereas PPARγ serves as a key regulator of adipocyte differentiation and lipid storage. Of the two PPARγ isoforms, PPARγ1 and PPARγ2 generated by alternative splicing, PPARγ1 isoform is expressed in liver and other tissues, whereas PPARγ2 isoform is expressed exclusively in adipose tissue where it regulates adipogenesis and lipogenesis. Since the function of PPARγ1 in liver is not clear, we have, in this study, investigated the biological impact of overexpression of PPARγ1 in mouse liver. Adenovirus-PPARγ1 injected into the tail vein induced hepatic steatosis in PPARα^−/− mice. Northern blotting and gene expression profiling results showed that adipocyte-specific genes and lipogenesis-related genes are highly induced in PPARα^−/− livers with PPARγ1 overexpression. These include adipsin, adiponectin, aP2, caveolin-1, fasting-induced adipose factor, fat-specific gene 27 (FSP27), CD36, Δ⁹desaturase, and malic enzyme among others, implying adipogenic transformation of hepatocytes. Of interest is that hepatic steatosisper se, induced either by feeding a diet deficient in choline or developing in fasted PPARα^−/− mice, failed to induce the expression of these PPARγ-regulated adipogenesis-related genes in steatotic liver. These results suggest that a high level of PPARγ in mouse liver is sufficient for the induction of adipogenic transformation of hepatocytes with adipose tissue-specific gene expression and lipid accumulation. We conclude that excess PPARγ activity can lead to the development of a novel type of adipogenic hepatic steatosis.

Fasting causes lipolysis in adipose tissue leading to the release of large quantities of free fatty acids into circulation that reach the liver where they are metabolized to generate ketone bodies to serve as fuels for other tissues. Since fatty acid-metabolizing enzymes in the liver are transcriptionally regulated by peroxisome proliferator-activated receptor α (PPARα), we investigated the role of PPARα in the induction of these enzymes in response to fasting and their relationship to the development of hepatic steatosis in mice deficient in PPARα (PPARα^−/−), peroxisomal fatty acyl-CoA oxidase (AOX^−/−), and in both PPARα and AOX (double knock-out (DKO)). Fasting for 48–72 h caused profound impairment of fatty acid oxidation in both PPARα^−/− and DKO mice, and DKO mice revealed a greater degree of hepatic steatosis when compared with PPARα^−/− mice. The absence of PPARα in both PPARα^−/− and DKO mice impairs the induction of mitochondrial β-oxidation in liver following fasting which contributes to hypoketonemia and hepatic steatosis. Pronounced steatosis in DKO mouse livers is due to the added deficiency of peroxisomal β-oxidation system in these animals due to the absence of AOX. In mice deficient in AOX alone, the sustained hyperactivation of PPARα and up-regulation of mitochondrial β-oxidation and microsomal ω-oxidation systems as well as the regenerative nature of a majority of hepatocytes containing numerous spontaneously proliferated peroxisomes, which appear refractory to store triglycerides, blunt the steatotic response to fasting. Starvation for 72 h caused a decrease in PPARα hepatic mRNA levels in wild type mice, with no perceptible compensatory increases in PPARγ and PPARδ mRNA levels. PPARγ and PPARδ hepatic mRNA levels were lower in fed PPARα^−/− and DKO mice when compared with wild type mice, and fasting caused a slight increase only in PPARγ levels and a decrease in PPARδ levels. Fasting did not change the PPAR isoform levels in AOX^−/− mouse liver. These observations point to the critical importance of PPARα in the transcriptional regulatory responses to fasting and in determining the severity of hepatic steatosis.

Peroxisome proliferators are postulated to elicit predictable pleiotropic responses in the liver by activating a peroxisome proliferator-activated receptor (PPAR). PPARs from mouse liver (mPPAR), rat liver (rPPAR), and Xenopus liver (xPPAR gamma) have been cloned recently. We now report the cloning of a new member from mouse liver which we designate mPPAR gamma. mPPAR gamma cDNA contained an open reading frame encoding a 475-amino acid protein exhibiting 75% amino acid similarity to xPPAR gamma, while it showed only 55% identity with mPPAR. The ligand-binding and DNA-binding domains are best conserved between mPPAR gamma, mPPAR, and xPPAR gamma. Like rPPAR, mPPAR gamma is able to impart peroxisome proliferator responsiveness to the promoter of peroxisomal bifunctional gene, which encodes the second enzyme of the peroxisomal fatty acid beta-oxidation system. Northern blot analysis revealed high expression of mPPAR gamma gene in mouse liver, kidney, and heart and low expression in the lung, testis, brain, skeletal muscle, and spleen. In mice treated with ciprofibrate, a peroxisome proliferator, a 2-fold increase in mPPAR gamma mRNA was observed in the liver and kidney. The presence of two PPARs in the mouse liver suggests the possibility of multiple signaling pathways for the peroxisome proliferator-induced pleiotropic responses.

Two hypolipidemic compounds [4-chloro-6-(2,3-xylidino)-2-pyrimidinylthio] acetic acid, and 2-chloro-5-(3,5-dimethylpiperidinosulfonyl)benzoic acid (tibric acid) greatly increased the number of peroxisomes (microbodies) in liver cells of rats and mice. This augmented peroxisome population was accompanied by significant elevation of liver catalase activity. These two hypolipidemic peroxisome proliferators are structurally different from ethyl α- p -chlorophenozyisobutyrate (clofibrate) and other hypolipidemic, aryloxyisobutyrate derivatives which cause hepatic peroxisome proliferation. Induction of peroxisome proliferation by these structurally unrelated hypolipidemic compounds suggests a possible relation between hepatic peroxisome proliferation and hypolipidemia.

The structurally diverse peroxisome proliferators ciprofibrate, clofibrate, and bis(2-ethylhexyl) phthalate [(EtHx)2 greater than Pht] increase the activities of hepatic catalase and peroxisomal fatty acid beta-oxidation enzymes in conjunction with profound proliferation of peroxisomes in hepatocytes. In order to delineate the level at which these enzymes are induced in the liver, the transcriptional activity of specific genes for fatty acyl-CoA oxidase (FAOxase) and enoyl-CoA hydratase/3-hydroxyacyl-CoA dehydrogenase bifunctional enzyme (PBE), the first two enzymes of the peroxisomal beta-oxidation system, and for catalase were measured in isolated hepatocyte nuclei obtained from male rats following a single intragastric dose of ciprofibrate, clofibrate, or (EtHx)2 greater than Pht. All three peroxisome proliferators rapidly increased the rate of FAOxase and PBE gene transcription in liver, with near maximal rates (9-15 times control) reached by 1 hr and persisting until at least 16 hr after administration of the compound. FAOxase and PBE mRNA levels, measured by blot-hybridization analysis and FAOxase and PBE protein content, analyzed by immunoblotting, increased concurrently up to at least 16 hr following a single dose of peroxisome proliferator. The catalase mRNA level increased about 1.4-fold, but the transcription rate of the catalase gene was not significantly affected. The results show that the peroxisome proliferators clofibrate, ciprofibrate, and (EtHx)2 greater than Pht selectively increase the rate of transcription of peroxisomal fatty acid beta-oxidation enzyme genes. Whether the transcriptional effects are mediated by peroxisome proliferator-receptor complexes remains to be elucidated.

ABSTRACT Type 2 diabetes (T2D) is a metabolic disorder associated with abnormal glucose homeostasis and is characterized by intrinsic defects in β-cell function and mass. Trimethylguanosine synthase 1 (TGS1) is an evolutionarily conserved enzyme that methylates small nuclear and nucleolar RNAs (snRNAs and snoRNAs) and is involved in pre-mRNA splicing, transcription, and ribosome production. However, the role of TGS1 in β-cells and glucose homeostasis had not been explored. Here we show that TGS1 is upregulated by insulin and upregulated in islets from mice exposed to a high-fat diet and in human β-cells from T2D donors. Using mice with conditional ( βTGS1KO and βTGS1 Het ) and inducible ( MIP-Cre ERT -TGS1KO ) TGS1 deletion, we determine that TGS1 regulates β-cell mass and function. Unbiased approaches allowed us to identify a link between TGS1 and ER stress and cell cycle arrest and how TGS1 regulates β-cell apoptosis. Deletion of TGS1 results in an increase in the unfolded protein response by increasing XBP-1, ATF-4, and the phosphorylation of eIF2α, and several changes in cell cycle inhibitors and activators such as p27 and Cyclin D2. This study establishes TGS1 as a key player regulating β-cell mass and function as well as playing a role in the adaptive β-cell function to a high-fat diet. These observations can be used as a stepping-stone for the design of novel strategies using TGS1 as a therapeutic target for the treatment of diabetes.