Wood-feeding higher termites are a very successful group, important in facilitating carbon turnover in the environment. It is not the termites themselves that perform the key reactions that makes their lifestyle possible, but the lignocellulase-degrading symbiotic bacteria found in their hindgut. A metagenomic analysis of gut microbes from over 150 tree-living termites from a Costa Rican rainforest has revealed a diverse range of bacterial cellulase and xylan hydrolase genes, as well as genes important in other symbiotic functions. The data set includes about 1,000 bacterial lignocellulose hydrolase enzymes, some of them expressed in situ, in living termites. This work shows that termites are a rich reservoir of bacterial enzymes that might be used in the conversion of woody material into biofuels. Wood-feeding 'higher' termites rely on their hindgut symbionts for the intitial steps in cellulose degradation. Metagenomic analysis of this microbial community reveals a diverse range of bacterial cellulase and hydrolase genes, as well as genes important in other metabolic functions, such as H2 metabolism, CO2-reductive acetogenesis and N2 fixation. From the standpoints of both basic research and biotechnology, there is considerable interest in reaching a clearer understanding of the diversity of biological mechanisms employed during lignocellulose degradation. Globally, termites are an extremely successful group of wood-degrading organisms1 and are therefore important both for their roles in carbon turnover in the environment and as potential sources of biochemical catalysts for efforts aimed at converting wood into biofuels. Only recently have data supported any direct role for the symbiotic bacteria in the gut of the termite in cellulose and xylan hydrolysis2. Here we use a metagenomic analysis of the bacterial community resident in the hindgut paunch of a wood-feeding ‘higher’ Nasutitermes species (which do not contain cellulose-fermenting protozoa) to show the presence of a large, diverse set of bacterial genes for cellulose and xylan hydrolysis. Many of these genes were expressed in vivo or had cellulase activity in vitro, and further analyses implicate spirochete and fibrobacter species in gut lignocellulose degradation. New insights into other important symbiotic functions including H2 metabolism, CO2-reductive acetogenesis and N2 fixation are also provided by this first system-wide gene analysis of a microbial community specialized towards plant lignocellulose degradation. Our results underscore how complex even a 1-μl environment can be.

Gene inventory and metagenomic techniques have allowed rapid exploration of bacterial diversity and the potential physiologies present within microbial communities. However, it remains nontrivial to discover the identities of environmental bacteria carrying two or more genes of interest. We have used microfluidic digital polymerase chain reaction (PCR) to amplify and analyze multiple, different genes obtained from single bacterial cells harvested from nature. A gene encoding a key enzyme involved in the mutualistic symbiosis occurring between termites and their gut microbiota was used as an experimental hook to discover the previously unknown ribosomal RNA–based species identity of several symbionts. The ability to systematically identify bacteria carrying a particular gene and to link any two or more genes of interest to single species residing in complex ecosystems opens up new opportunities for research on the environment.

N-acylhomoserine lactones (AHLs) are used as signal molecules by many quorum-sensing Proteobacteria. Diverse plant and animal pathogens use AHLs to regulate infection and virulence functions. These signals are subject to biological inactivation by AHL-lactonases and AHL-acylases. Previously, little was known about the molecular details underlying the latter mechanism. An AHL signal-inactivating bacterium, identified as a Ralstonia sp., was isolated from a mixed-species biofilm. The signal inactivation encoding gene from this organism, which we call aiiD, was cloned and successfully expressed in Escherichia coli and inactivated three AHLs tested. The predicted 794-amino-acid polypeptide was most similar to the aculeacin A acylase (AAC) from Actinoplanes utahensis and also shared significant similarities with cephalosporin acylases and other N-terminal (Ntn) hydrolases. However, the most similar homologues of AiiD are deduced proteins of undemonstrated function from available Ralstonia, Deinococcus and Pseudomonas genomes. LC-MS analyses demonstrated that AiiD hydrolyses the AHL amide, releasing homoserine lactone and the corresponding fatty acid. Expression of AiiD in Pseudomonas aeruginosa PAO1 quenched quorum sensing by this bacterium, decreasing its ability to swarm, produce elastase and pyocyanin and to paralyze nematodes. Thus, AHL-acylases have fundamental implications and hold biotechnological promise in quenching quorum sensing.

ABSTRACT Acyl-homoserine lactones (acyl-HSLs) serve as dedicated cell-to-cell signaling molecules in many species of the class Proteobacteria . We have addressed the question of whether these compounds can be degraded biologically. A motile, rod-shaped bacterium was isolated from soil based upon its ability to utilize N -(3-oxohexanoyl)- l -homoserine lactone as the sole source of energy and nitrogen. The bacterium was classified as a strain of Variovorax paradoxus . The V. paradoxus isolate was capable of growth on all of the acyl-HSLs tested. The molar growth yields correlated with the length of the acyl group. HSL, a product of acyl-HSL metabolism, was used as a nitrogen source, but not as an energy source. Cleavage and partial mineralization of the HSL ring were demonstrated by using radiolabeled substrate. This study indicates that some strains of V. paradoxus degrade and grow on acyl-HSL signals as the sole energy and nitrogen sources. This study provides clues about the metabolic pathway of acyl-HSL degradation by V. paradoxus .

In situ hybridization methods are used across the biological sciences to map mRNA expression within intact specimens. Multiplexed experiments, in which multiple target mRNAs are mapped in a single sample, are essential for studying regulatory interactions, but remain cumbersome in most model organisms. Programmable in situ amplifiers based on the mechanism of hybridization chain reaction (HCR) overcome this longstanding challenge by operating independently within a sample, enabling multiplexed experiments to be performed with an experimental timeline independent of the number of target mRNAs. To assist biologists working across a broad spectrum of organisms, we demonstrate multiplexed in situ HCR in diverse imaging settings: bacteria, whole-mount nematode larvae, whole-mount fruit fly embryos, whole-mount sea urchin embryos, whole-mount zebrafish larvae, whole-mount chicken embryos, whole-mount mouse embryos and formalin-fixed paraffin-embedded human tissue sections. In addition to straightforward multiplexing, in situ HCR enables deep sample penetration, high contrast and subcellular resolution, providing an incisive tool for the study of interlaced and overlapping expression patterns, with implications for research communities across the biological sciences.

Viruses may very well be the most abundant biological entities on the planet. Yet neither metagenomic studies nor classical phage isolation techniques have shed much light on the identity of the hosts of most viruses. We used a microfluidic digital polymerase chain reaction (PCR) approach to physically link single bacterial cells harvested from a natural environment with a viral marker gene. When we implemented this technique on the microbial community residing in the termite hindgut, we found genus-wide infection patterns displaying remarkable intragenus selectivity. Viral marker allelic diversity revealed restricted mixing of alleles between hosts, indicating limited lateral gene transfer of these alleles despite host proximity. Our approach does not require culturing hosts or viruses and provides a method for examining virus-bacterium interactions in many environments.

The dominant organisms in modern oxic ecosystems rely on respiratory quinones with high redox potential (HPQs) for electron transport in aerobic respiration and photosynthesis. The diversification of quinones, from low redox potential in anaerobes to HPQs in aerobes, is assumed to have followed Earth's surface oxygenation ~2.3 billion years ago. However, the evolutionary origins of HPQs remain unresolved. Here, we reconstruct the biosynthetic pathway of a novel HPQ, methyl-plastoquinone, that is unique to bacteria of the phylum Nitrospirota. We demonstrate that the three extant HPQ biosynthetic pathways, in Nitrospirota, Cyanobacteriota, and Pseudomonadota, share a common origin that predates the emergence of these phyla. We show that aerobic metabolism using HPQs is ancestral to Cyanobacteriota and Pseudomonadota and significantly predates Earth's surface oxygenation.

Abstract Chemolithoautotrophic manganese oxidation has long been theorized, but only recently demonstrated in a bacterial co-culture. The majority member of the co-culture, Candidatus Manganitrophus noduliformans, is a distinct but not yet isolated lineage in the phylum Nitrospirota ( Nitrospirae ). Here, we established two additional MnCO 3 -oxidizing cultures using inocula from Santa Barbara (USA) and Boetsap (South Africa). Both cultures were dominated by strains of a new species, designated Candidatus Manganitrophus morganii. The next abundant members differed in the available cultures, suggesting that while Ca . Manganitrophus species have not been isolated in pure culture, they may not require a specific syntrophic relationship with another species. Phylogeny of cultivated Ca . Manganitrophus and related metagenome-assembled genomes revealed a coherent taxonomic family, Candidatus Manganitrophaceae, from both freshwater and marine environments and distributed globally. Comparative genomic analyses support this family being Mn(II)-oxidizing chemolithoautotrophs. Among the 895 shared genes were a subset of those hypothesized for Mn(II) oxidation (Cyc2 and PCC_1) and oxygen reduction (TO_1 and TO_2) that could facilitate Mn(II) lithotrophy. An unusual, plausibly reverse Complex 1 containing 2 additional pumping subunits was also shared by the family, as were genes for the reverse TCA carbon fixation cycle, which could enable Mn(II) autotrophy. All members of the family lacked genes for nitrification found in Nitrospira species. The results suggest that Ca . Manganitrophaceae share a core set of candidate genes for the newly discovered manganese dependent chemolithoautotrophic lifestyle, and likely have a broad, global distribution. Importance Manganese (Mn) is an abundant redox-active metal that cycled in many of Earth’s biomes. While diverse bacteria and archaea have been demonstrated to respire Mn(III/IV), only recently have bacteria been implicated in Mn(II) oxidation dependent growth. Here, two new Mn(II)-oxidizing enrichment cultures originated from two continents and hemispheres were examined. By comparing the community composition of the enrichments and performing phylogenomic analysis on the abundant Nitrospirota therein, new insights are gleaned on cell interactions, taxonomy, and machineries that may underlie Mn(II)-based lithotrophy and autotrophy.