Eukaryotic genomes contain domesticated genes from integrating viruses and mobile genetic elements. Among these are homologs of the capsid protein (known as Gag) of long terminal repeat (LTR) retrotransposons and retroviruses. We identified several mammalian Gag homologs that form virus-like particles and one LTR retrotransposon homolog, PEG10, that preferentially binds and facilitates vesicular secretion of its own messenger RNA (mRNA). We showed that the mRNA cargo of PEG10 can be reprogrammed by flanking genes of interest with Peg10's untranslated regions. Taking advantage of this reprogrammability, we developed selective endogenous encapsidation for cellular delivery (SEND) by engineering both mouse and human PEG10 to package, secrete, and deliver specific RNAs. Together, these results demonstrate that SEND is a modular platform suited for development as an efficient therapeutic delivery modality.

The cellular processes that govern tumor resistance to immunotherapy remain poorly understood. To gain insight into these processes, here we perform a genome-scale CRISPR activation screen for genes that enable human melanoma cells to evade cytotoxic T cell killing. Overexpression of four top candidate genes (CD274 (PD-L1), MCL1, JUNB, and B3GNT2) conferred resistance in diverse cancer cell types and mouse xenografts. By investigating the resistance mechanisms, we find that MCL1 and JUNB modulate the mitochondrial apoptosis pathway. JUNB encodes a transcription factor that downregulates FasL and TRAIL receptors, upregulates the MCL1 relative BCL2A1, and activates the NF-κB pathway. B3GNT2 encodes a poly-N-acetyllactosamine synthase that targets >10 ligands and receptors to disrupt interactions between tumor and T cells and reduce T cell activation. Inhibition of candidate genes sensitized tumor models to T cell cytotoxicity. Our results demonstrate that systematic gain-of-function screening can elucidate resistance pathways and identify potential targets for cancer immunotherapy.

Fanzor (Fz) is an ωRNA-guided endonuclease extensively found throughout the eukaryotic domain with unique gene editing potential. Here, we describe the structures of Fzs from three different organisms. We find that Fzs share a common ωRNA interaction interface, regardless of the length of the ωRNA, which varies considerably across species. The analysis also reveals Fz's mode of DNA recognition and unwinding capabilities as well as the presence of a non-canonical catalytic site. The structures demonstrate how protein conformations of Fz shift to allow the binding of double-stranded DNA to the active site within the R-loop. Mechanistically, examination of structures in different states shows that the conformation of the lid loop on the RuvC domain is controlled by the formation of the guide/DNA heteroduplex, regulating the activation of nuclease and DNA double-stranded displacement at the single cleavage site. Our findings clarify the mechanism of Fz, establishing a foundation for engineering efforts.

Reverse transcription has frequently been co-opted for cellular functions and in prokaryotes is associated with protection against viral infection, but the underlying mechanisms of defense are generally unknown. Here, we show that in the DRT2 defense system the reverse transcriptase binds a neighboring pseudoknotted noncoding RNA. Upon bacteriophage infection, a template region of this RNA is reverse transcribed into an array of tandem repeats that reconstitute a promoter and open reading frame, allowing expression of a toxic repetitive protein and an abortive infection response. Biochemical reconstitution of this activity and cryogenic electron microscopy provide a molecular basis for repeat synthesis. Gene synthesis from a noncoding RNA is a new mode of genetic regulation in prokaryotes.

Endosymbiotic bacteria have evolved intricate delivery systems that enable these organisms to interface with host biology. One example, the extracellular contractile injection systems (eCISs), are syringe-like macromolecular complexes that inject protein payloads into eukaryotic cells by driving a spike through the cellular membrane. Recently, eCISs have been found to target mouse cells1–3, raising the possibility that these systems could be harnessed for therapeutic protein delivery. However, whether eCISs can function in human cells remains unknown, and the mechanism by which these systems recognize target cells is poorly understood. Here we show that target selection by the Photorhabdus virulence cassette (PVC)—an eCIS from the entomopathogenic bacterium Photorhabdus asymbiotica—is mediated by specific recognition of a target receptor by a distal binding element of the PVC tail fibre. Furthermore, using in silico structure-guided engineering of the tail fibre, we show that PVCs can be reprogrammed to target organisms not natively targeted by these systems—including human cells and mice—with efficiencies approaching 100%. Finally, we show that PVCs can load diverse protein payloads, including Cas9, base editors and toxins, and can functionally deliver them into human cells. Our results demonstrate that PVCs are programmable protein delivery devices with possible applications in gene therapy, cancer therapy and biocontrol.

Abstract Eukaryotic retroelements are generally divided into two classes: long terminal repeat (LTR) retrotransposons and non-LTR retrotransposons. A third class of eukaryotic retroelement, the Penelope-like elements (PLEs), has been well-characterized bioinformatically, but relatively little is known about the transposition mechanism of these elements. PLEs share some features with the R2 retrotransposon from Bombyx mori , which uses a target-primed reverse transcription (TPRT) mechanism, but their distinct phylogeny suggests PLEs may utilize a novel mechanism of mobilization. Using protein purified from E. coli , we report unique in vitro properties of a PLE from the green anole ( Anolis carolinensis ), revealing mechanistic aspects not shared by other retrotransposons. We found that reverse transcription is initiated at two adjacent sites within the transposon RNA that is not homologous to the cleaved DNA, a feature that is reflected in the genomic “tail” signature shared between and unique to PLEs. Our results for the first active PLE in vitro provide a starting point for understanding PLE mobilization and biology.