Eukaryotic cells make many types of primary and processed RNAs that are found either in specific subcellular compartments or throughout the cells. A complete catalogue of these RNAs is not yet available and their characteristic subcellular localizations are also poorly understood. Because RNA represents the direct output of the genetic information encoded by genomes and a significant proportion of a cell's regulatory capabilities are focused on its synthesis, processing, transport, modification and translation, the generation of such a catalogue is crucial for understanding genome function. Here we report evidence that three-quarters of the human genome is capable of being transcribed, as well as observations about the range and levels of expression, localization, processing fates, regulatory regions and modifications of almost all currently annotated and thousands of previously unannotated RNAs. These observations, taken together, prompt a redefinition of the concept of a gene.

The laboratory mouse shares the majority of its protein-coding genes with humans, making it the premier model organism in biomedical research, yet the two mammals differ in significant ways. To gain greater insights into both shared and species-specific transcriptional and cellular regulatory programs in the mouse, the Mouse ENCODE Consortium has mapped transcription, DNase I hypersensitivity, transcription factor binding, chromatin modifications and replication domains throughout the mouse genome in diverse cell and tissue types. By comparing with the human genome, we not only confirm substantial conservation in the newly annotated potential functional sequences, but also find a large degree of divergence of sequences involved in transcriptional regulation, chromatin state and higher order chromatin organization. Our results illuminate the wide range of evolutionary forces acting on genes and their regulatory regions, and provide a general resource for research into mammalian biology and mechanisms of human diseases.

As studies of DNA methylation increase in scope, it has become evident that methylation has a complex relationship with gene expression, plays an important role in defining cell types, and is disrupted in many diseases. We describe large-scale single-base resolution DNA methylation profiling on a diverse collection of 82 human cell lines and tissues using reduced representation bisulfite sequencing (RRBS). Analysis integrating RNA-seq and ChIP-seq data illuminates the functional role of this dynamic mark. Loci that are hypermethylated across cancer types are enriched for sites bound by NANOG in embryonic stem cells, which supports and expands the model of a stem/progenitor cell signature in cancer. CpGs that are hypomethylated across cancer types are concentrated in megabase-scale domains that occur near the telomeres and centromeres of chromosomes, are depleted of genes, and are enriched for cancer-specific EZH2 binding and H3K27me3 (repressive chromatin). In noncancer samples, there are cell-type specific methylation signatures preserved in primary cell lines and tissues as well as methylation differences induced by cell culture. The relationship between methylation and expression is context-dependent, and we find that CpG-rich enhancers bound by EP300 in the bodies of expressed genes are unmethylated despite the dense gene-body methylation surrounding them. Non-CpG cytosine methylation occurs in human somatic tissue, is particularly prevalent in brain tissue, and is reproducible across many individuals. This study provides an atlas of DNA methylation across diverse and well-characterized samples and enables new discoveries about DNA methylation and its role in gene regulation and disease.

Single-cell RNA-seq mammalian transcriptome studies are at an early stage in uncovering cell-to-cell variation in gene expression, transcript processing and editing, and regulatory module activity. Despite great progress recently, substantial challenges remain, including discriminating biological variation from technical noise. Here we apply the SMART-seq single-cell RNA-seq protocol to study the reference lymphoblastoid cell line GM12878. By using spike-in quantification standards, we estimate the absolute number of RNA molecules per cell for each gene and find significant variation in total mRNA content: between 50,000 and 300,000 transcripts per cell. We directly measure technical stochasticity by a pool/split design and find that there are significant differences in expression between individual cells, over and above technical variation. Specific gene coexpression modules were preferentially expressed in subsets of individual cells, including one enriched for mRNA processing and splicing factors. We assess cell-to-cell variation in alternative splicing and allelic bias and report evidence of significant differences in splice site usage that exceed splice variation in the pool/split comparison. Finally, we show that transcriptomes from small pools of 30–100 cells approach the information content and reproducibility of contemporary RNA-seq from large amounts of input material. Together, our results define an experimental and computational path forward for analyzing gene expression in rare cell types and cell states.

To complement the human Encyclopedia of DNA Elements (ENCODE) project and to enable a broad range of mouse genomics efforts, the Mouse ENCODE Consortium is applying the same experimental pipelines developed for human ENCODE to annotate the mouse genome.

ABSTRACT Specification of the myogenic lineage begins prior to gastrulation and culminates in the emergence of determined myogenic precursor cells from the somites. The myoD family (MDF) of transcriptional activators controls late step(s) in myogenic specification that are closely followed by terminal muscle differentiation. Genes expressed in myogenic specification at stages earlier than MDFs are unknown. The Pax-3 gene is expressed in all the cells of the caudal segmental plate, the early mesoderm compartment that contains the precursors of skeletal muscle. As somites form from the segmental plate and mature, Pax-3 expression is progressively modulated. Beginning at the time of segmentation, Pax-3 becomes repressed in the ventral half of the somite, leaving Pax-3 expression only in the dermomyotome. Subsequently, differential modulation of Pax-3 expression levels delineates the medial and lateral halves of the dermomyotome, which contain precursors of axial (back) muscle and limb muscle, respectively. Pax-3 expression is then repressed as dermomyotome-derived cells activate MDFs. Quail-chick chimera and ablation experiments confirmed that the migratory precursors of limb muscle continue to express Pax-3 during migration. Since limb muscle precursors do not activate MDFs until 2 days after they leave the somite, Pax-3 represents the first molecular marker for this migratory cell population. A null mutation of the mouse Pax-3 gene, Splotch, produces major disruptions in early limb muscle development (Franz, T., Kothary, R., Surani, M. A. H., Halata, Z. and Grim, M. (1993) Anat. Embryol. 187, 153-160; Goulding, M., Lumsden, A. and Paquette, A. (1994)Development 120, 957-971). We conclude, therefore, that Pax-3 gene expression in the paraxial mesoderm marks earlier stages in myogenic specification than MDFs and plays a crucial role in the specification and/or migration of limb myogenic precursors.

T cell development comprises a stepwise process of commitment from a multipotent precursor. To define molecular mechanisms controlling this progression, we probed five stages spanning the commitment process using RNA-seq and ChIP-seq to track genome-wide shifts in transcription, cohorts of active transcription factor genes, histone modifications at diverse classes of cis-regulatory elements, and binding repertoire of GATA-3 and PU.1, transcription factors with complementary roles in T cell development. The results highlight potential promoter-distal cis-regulatory elements in play and reveal both activation sites and diverse mechanisms of repression that silence genes used in alternative lineages. Histone marking is dynamic and reversible, and though permissive marks anticipate, repressive marks often lag behind changes in transcription. In vivo binding of PU.1 and GATA-3 relative to epigenetic marking reveals distinctive factor-specific rules for recruitment of these crucial transcription factors to different subsets of their potential sites, dependent on dose and developmental context.

Although transcriptional and posttranscriptional events are detected in RNA-Seq data from second-generation sequencing, full-length mRNA isoforms are not captured. On the other hand, third-generation sequencing, which yields much longer reads, has current limitations of lower raw accuracy and throughput. Here, we combine second-generation sequencing and third-generation sequencing with a custom-designed method for isoform identification and quantification to generate a high-confidence isoform dataset for human embryonic stem cells (hESCs). We report 8,084 RefSeq-annotated isoforms detected as full-length and an additional 5,459 isoforms predicted through statistical inference. Over one-third of these are novel isoforms, including 273 RNAs from gene loci that have not previously been identified. Further characterization of the novel loci indicates that a subset is expressed in pluripotent cells but not in diverse fetal and adult tissues; moreover, their reduced expression perturbs the network of pluripotency-associated genes. Results suggest that gene identification, even in well-characterized human cell lines and tissues, is likely far from complete.