Optimization of cytidine and adenine base editors increases editing efficiency. Base editors enable targeted single-nucleotide conversions in genomic DNA. Here we show that expression levels are a bottleneck in base-editing efficiency. We optimize cytidine (BE4) and adenine (ABE7.10) base editors by modification of nuclear localization signals (NLS) and codon usage, and ancestral reconstruction of the deaminase component. The resulting BE4max, AncBE4max, and ABEmax editors correct pathogenic SNPs with substantially increased efficiency in a variety of mammalian cell types.

Prime editors, which are CRISPR–Cas9 nickase (H840A)–reverse transcriptase fusions programmed with prime editing guide RNAs (pegRNAs), can edit bases in mammalian cells without donor DNA or double-strand breaks. We adapted prime editors for use in plants through codon, promoter, and editing-condition optimization. The resulting suite of plant prime editors enable point mutations, insertions and deletions in rice and wheat protoplasts. Regenerated prime-edited rice plants were obtained at frequencies of up to 21.8%. Prime editors are optimized for use in plants.

Cytosine base editors (CBEs) enable targeted C•G-to-T•A conversions in genomic DNA. Recent studies report that BE3, the original CBE, induces a low frequency of genome-wide Cas9-independent off-target C•G-to-T•A mutation in mouse embryos and in rice. Here we develop multiple rapid, cost-effective methods to screen the propensity of different CBEs to induce Cas9-independent deamination in Escherichia coli and in human cells. We use these assays to identify CBEs with reduced Cas9-independent deamination and validate via whole-genome sequencing that YE1, a narrowed-window CBE variant, displays background levels of Cas9-independent off-target editing. We engineered YE1 variants that retain the substrate-targeting scope of high-activity CBEs while maintaining minimal Cas9-independent off-target editing. The suite of CBEs characterized and engineered in this study collectively offer ~10–100-fold lower average Cas9-independent off-target DNA editing while maintaining robust on-target editing at most positions targetable by canonical CBEs, and thus are especially promising for applications in which off-target editing must be minimized. Methods to efficiently detect Cas9-independent cytosine base editor off-target activity enable the identification and development of variants with minimal off-target editing and robust on-target editing.

Adenine base editors (ABEs) enable precise and efficient conversion of target A•T base pairs to G•C base pairs in genomic DNA with a minimum of by-products. While ABEs have been reported to exhibit minimal off-target DNA editing, off-target editing of cellular RNA by ABEs has not been examined in depth. Here, we demonstrate that a current ABE generates low but detectable levels of widespread adenosine-to-inosine editing in cellular RNAs. Using structure-guided principles to design mutations in both deaminase domains, we developed new ABE variants that retain their ability to edit DNA efficiently but show greatly reduced RNA editing activity, as well as lower off-target DNA editing activity and reduced indel by-product formation, in three mammalian cell lines. By decoupling DNA and RNA editing activities, these ABE variants increase the precision of adenine base editing by minimizing both RNA and DNA off-target editing activity.

Abstract Prime editing (PE) enables precise and versatile genome editing without requiring double-stranded DNA breaks. Here we describe the systematic optimization of PE systems to efficiently correct human cystic fibrosis (CF) transmembrane conductance regulator ( CFTR ) F508del, a three-nucleotide deletion that is the predominant cause of CF. By combining six efficiency optimizations for PE—engineered PE guide RNAs, the PEmax architecture, the transient expression of a dominant-negative mismatch repair protein, strategic silent edits, PE6 variants and proximal ‘dead’ single-guide RNAs—we increased correction efficiencies for CFTR F508del from less than 0.5% in HEK293T cells to 58% in immortalized bronchial epithelial cells (a 140-fold improvement) and to 25% in patient-derived airway epithelial cells. The optimizations also resulted in minimal off-target editing, in edit-to-indel ratios 3.5-fold greater than those achieved by nuclease-mediated homology-directed repair, and in the functional restoration of CFTR ion channels to over 50% of wild-type levels (similar to those achieved via combination treatment with elexacaftor, tezacaftor and ivacaftor) in primary airway cells. Our findings support the feasibility of a durable one-time treatment for CF.