Abstract Immunodeficient murine models are usually used as the preclinical models of osteosarcoma. Such models do not effectively simulate the process of tumorigenesis and metastasis. Establishing a suitable animal model for understanding the mechanism of osteosarcoma and the clinical translation is indispensable. The UMR-106 cell suspension was injected into the marrow cavity of Balb/C nude mice. Tumor masses were harvested from nude mice and sectioned. The tumor fragments were transplanted into the marrow cavities of SD rats immunosuppressed with cyclosporine A. Through muti-rounds selection in SD rats, we constructed orthotopic osteosarcoma animal models using rats with intact immune systems. The primary tumor cells were cultured in-vitro to obtain the immune-tolerant cell line. VX2 tumor fragments were transplanted into the distal femur and parosteal radius of New Zealand white rabbit to construct orthotopic osteosarcoma animal models in rabbits. The rate of tumor formation in SD rats (P1 generation) was 30%. After four rounds of selection and six rounds of acclimatization in SD rats with intact immune systems, we obtained immune-tolerant cell lines and established the orthotopic osteosarcoma model of the distal femur in SD rats. Micro-CT images confirmed tumor-driven osteolysis and the bone destruction process. Moreover, the orthotopic model was also established in New Zealand white rabbits by implanting VX2 tumor fragments into rabbit radii and femurs. We constructed orthotopic osteosarcoma animal models in rats with intact immune systems through muti-rounds in-vivo selection and the rabbit osteosarcoma model.

Introduction: It is estimated that about 40 to 60 million people in the United States suffer from diabetic foot ulcers (DFUs), one of the most severe DM complications. A significant proportion of affected individuals undergo amputation and are exposed to high mortality risks. Stem cell-based therapies offer a promising therapeutic avenue for these patients. Fibroblasts hold a crucial role in wound healing and angiogenesis, and we further highlighted that activated Notch signaling in fibroblasts derived from diabetic wounds leads to dysregulated fibroblast function. In this study, the potential therapeutic outcomes from genetically modified fibroblasts derived from mesenchymal stem cells (MSC-DF) in treating DFU is assessed, utilizing a unique genetic mouse model. Methods: A fibroblast-specific and inducible diabetic murine model with triple-gene engineering was created via inducible intracellular Notch1 pathway activation (RosaN1IC/Col1a2-Cre/ERT/Leprdb). MSC-DFs harvested from 10-12 week old B6db/ ROSAN1I/ / Cola2-Cre/ERT (LLRRCc) donor mice were cultured in vitro with activation versus silencing of Notch 1 signaling. Recipient LLRRCc mice (8-12-week-old) underwent a 6mm excisional dorsal skin wound and subsequent local injection of 1x10^6 donor syngeneic activated or silenced GOF Notch1 -MSC-DFs (n= 5/group). Wound closure was monitored daily for 9 consecutive days post-injury, and tissue was obtained for histological sectioning. Results: GOF Notch1 -MSC-DFs were characterized by immunostaining based on expression of markers specific to fibroblasts and a panel of Notch signaling genes. LLRRCc murine subjects receiving silenced GOF Notch1 -MSC-DFs treatment (n=5) demonstrated faster rates of wound closure over activated GOF Notch1 -MSC-DFs (n=5) treated mice. Collagen deposition was more abundant in wounds treated with silenced GOF Notch1 -MSC-DFs. Conclusion: MSC-DF deactivated Notch1 signaling therapy improves the rate of wound healing in GOF Notch Diabetic mice. These promising outcomes demonstrate a potential role for this innovative stem cell-based therapy targeting Notch-1-modified MSC-DF in future clinical applications for DFU patients through restoration of impaired fibroblast function.

T cells utilized in adoptive T cell immunotherapy are typically activated in vitro. Although these cells demonstrate proliferation and anti-tumor activity following activation, they often face difficulties in sustaining long-term survival post-reinfusion. This issue is attributed to the induction of T cells into a terminal differentiation state upon activation, whereas early-stage differentiated T cells exhibit enhanced proliferation potential and survival capabilities. In previous study, we delineated four T cell subsets at varying stages of differentiation: TN, TSCM, TCM, and TEM, and acquired their miRNA expression profiles via high-throughput sequencing. In the current study, we performed a differential analysis of miRNA across these subsets, identifying a distinct miRNA, hsa-mir-744-5p, characterized by progressively increasing expression levels upon T cell activation. This miRNA is not expressed in TSCM but is notably present in TEM. Target genes of mir-744-5p were predicted, followed by Gene Ontology (GO) and Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes (KEGG) pathway enrichment analyses, revealing that these genes predominantly associate with pathways related to the 'Wnt signaling pathway'. We established that mir-744-5p directly targets STK11, influencing its expression. Further, we investigated the implications of mir-744-5p on T cell differentiation and functionality. Overexpression of mir-744-5p in T cells resulted in heightened apoptosis, reduced proliferation, an increased proportion of late-stage differentiated T cells, and elevated secretion of the cytokine TNF-α. Moreover, post-overexpression of mir-744-5p led to a marked decline in the expression of early-stage differentiation-associated genes in T cells (CCR7, CD62L, LEF1, BCL2) and a significant rise in late-stage differentiation-associated genes (KLRG1, PDCD1, GZMB). In conclusion, our findings affirm that mir-744-5p contributes to the progressive differentiation of T cells by downregulating the STK11 gene expression.