Directed differentiation protocols enable derivation of cardiomyocytes from human pluripotent stem cells (hPSCs) and permit engineering of human myocardium in vitro. However, hPSC-derived cardiomyocytes are reflective of very early human development, limiting their utility in the generation of in vitro models of mature myocardium. Here we describe a platform that combines three-dimensional cell cultivation with electrical stimulation to mature hPSC-derived cardiac tissues. We used quantitative structural, molecular and electrophysiological analyses to explain the responses of immature human myocardium to electrical stimulation and pacing. We demonstrated that the engineered platform allows for the generation of three-dimensional, aligned cardiac tissues (biowires) with frequent striations. Biowires submitted to electrical stimulation had markedly increased myofibril ultrastructural organization, elevated conduction velocity and improved both electrophysiological and Ca(2+) handling properties compared to nonstimulated controls. These changes were in agreement with cardiomyocyte maturation and were dependent on the stimulation rate.

We report the fabrication of a scaffold (hereafter referred to as AngioChip) that supports the assembly of parenchymal cells on a mechanically tunable matrix surrounding a perfusable, branched, three-dimensional microchannel network coated with endothelial cells. The design of AngioChip decouples the material choices for the engineered vessel network and for cell seeding in the parenchyma, enabling extensive remodelling while maintaining an open-vessel lumen. The incorporation of nanopores and micro-holes in the vessel walls enhances permeability, and permits intercellular crosstalk and extravasation of monocytes and endothelial cells on biomolecular stimulation. We also show that vascularized hepatic tissues and cardiac tissues engineered by using AngioChips process clinically relevant drugs delivered through the vasculature, and that millimetre-thick cardiac tissues can be engineered in a scalable manner. Moreover, we demonstrate that AngioChip cardiac tissues implanted with direct surgical anastomosis to the femoral vessels of rat hindlimbs establish immediate blood perfusion. Biodegradable, perfusable scaffolds are able to generate both in vitro cardiac and hepatic vascularized tissue models and in vivo implants for direct surgical anastomosis.

Tissue engineering using cardiomyocytes derived from human pluripotent stem cells holds a promise to revolutionize drug discovery, but only if limitations related to cardiac chamber specification and platform versatility can be overcome. We describe here a scalable tissue-cultivation platform that is cell source agnostic and enables drug testing under electrical pacing. The plastic platform enabled on-line noninvasive recording of passive tension, active force, contractile dynamics, and Ca2+ transients, as well as endpoint assessments of action potentials and conduction velocity. By combining directed cell differentiation with electrical field conditioning, we engineered electrophysiologically distinct atrial and ventricular tissues with chamber-specific drug responses and gene expression. We report, for the first time, engineering of heteropolar cardiac tissues containing distinct atrial and ventricular ends, and we demonstrate their spatially confined responses to serotonin and ranolazine. Uniquely, electrical conditioning for up to 8 months enabled modeling of polygenic left ventricular hypertrophy starting from patient cells.

Tissue engineering enables the generation of three-dimensional (3D) functional cardiac tissue for pre-clinical testing in vitro, which is critical for new drug development. However, current tissue engineering methods poorly recapitulate the architecture of oriented cardiac bundles with supporting capillaries. In this study, we designed a microfabricated bioreactor to generate 3D micro-tissues, termed biowires, using both primary neonatal rat cardiomyocytes and human embryonic stem cell (hESC) derived cardiomyocytes. Perfusable cardiac biowires were generated with polytetrafluoroethylene (PTFE) tubing template, and were integrated with electrical field stimulation using carbon rod electrodes. To demonstrate the feasibility of this platform for pharmaceutical testing, nitric oxide (NO) was released from perfused sodium nitroprusside (SNP) solution and diffused through the tubing. The NO treatment slowed down the spontaneous beating of cardiac biowires based on hESC derived cardiomyocytes and degraded the myofibrillar cytoskeleton of the cardiomyocytes within the biowires. The biowires were also integrated with electrical stimulation using carbon rod electrodes to further improve phenotype of cardiomyocytes, as indicated by organized contractile apparatus, higher Young's modulus, and improved electrical properties. This microfabricated platform provides a unique opportunity to assess pharmacological effects on cardiac tissue in vitro by perfusion in a cardiac bundle model, which could provide improved physiological relevance.

Microfluidic cell culture systems provide new opportunities for biological studies in microscale. Although differences exist between microfluidic cell culture systems and conventional macroscale cell cultures, microfluidic cell culture systems can be integrated with other cell culture methods. Meanwhile, microfluidic cell culture systems provide novel opportunities for incorporation of different stimuli in the cell microenvironment. This chapter begins with discussion on the differences between the microfluidic and macroscale cell culture systems and related special requirements for microfluidic cell culture systems. Then we discuss how some basic cell culture techniques (including cell seeding, cell passaging, changing media, and cell concentration and dilution) are achieved in microfluidic cell culture systems. Recent studies on integrating some new techniques to provide different stimuli (including biochemical, electrical, physical) on cultured cells have been summarized. At last, we talk about some studies with microfluidic cell culture systems that have applications in clinical research.

Abstract Three-dimensional tissue-engineered models are poised to facilitate understanding of skeletal muscle pathophysiology and identify novel therapeutic agents to improve muscle health. Adopting these culture models within the broader biology community is a challenge as many models involve complex methodologies and significant investments of time and resources to optimize manufacturing protocols. To alleviate this barrier, we developed a protocol with commercially available reagents to cryopreserve myoblasts in a 96-well compatible format that allows tissues to be transferred to users without expertise in 2D or 3D skeletal muscle cell culture. We validate that myoblasts encapsulated in a hydrogel and cryopreserved in paper-based scaffolds maintain cell viability, differentiation, and function via acetylcholine-induced transient calcium responses. Furthermore, we demonstrate successful shipping of myoblasts cryopreserved in paper-based scaffolds to intra-provincial and international collaborators who successfully thawed, cultured, and used the 3D muscle tissues. Finally, we confirm the application of our method to study muscle endogenous repair by seeding freshly isolated skeletal muscle stem cells to cryopreserved then differentiated and injured tissues, demonstrating expected responses to a known stimulator of muscle stem cell self-renewal, p38α/β MAPKi. Altogether, our 3D myoblast cryopreservation protocol offers broadened access of a complex skeletal muscle tissue model to the research community.

Adverse cardiac outcomes in COVID-19 patients, particularly those with preexisting cardiac disease, motivate the development of human cell-based organ-on-a-chip models to recapitulate cardiac injury and dysfunction and for screening of cardioprotective therapeutics. Here, we developed a heart-on-a-chip model to study the pathogenesis of SARS-CoV-2 in healthy myocardium established from human induced pluripotent stem cell (iPSC)-derived cardiomyocytes and a cardiac dysfunction model, mimicking aspects of preexisting hypertensive disease induced by angiotensin II (Ang II). We recapitulated cytopathic features of SARS-CoV-2-induced cardiac damage, including progressively impaired contractile function and calcium handling, apoptosis, and sarcomere disarray. SARS-CoV-2 presence in Ang II–treated hearts-on-a-chip decreased contractile force with earlier onset of contractile dysfunction and profoundly enhanced inflammatory cytokines compared to SARS-CoV-2 alone. Toward the development of potential therapeutics, we evaluated the cardioprotective effects of extracellular vesicles (EVs) from human iPSC which alleviated the impairment of contractile force, decreased apoptosis, reduced the disruption of sarcomeric proteins, and enhanced beta-oxidation gene expression. Viral load was not affected by either Ang II or EV treatment. We identified MicroRNAs miR-20a-5p and miR-19a-3p as potential mediators of cardioprotective effects of these EVs.

Abstract Organ-on-a-chip systems that recapitulate tissue-level functions have been proposed to improve in vitro–in vivo correlation in drug development. Significant progress has been made to control the cellular microenvironment with mechanical stimulation and fluid flow. However, it has been challenging to introduce complex 3D tissue structures due to the physical constraints of microfluidic channels or membranes in organ-on-a-chip systems. Although this problem could be addressed with the integration of 3D bioprinting, it is not an easy task because the two technologies have fundamentally different fabrication processes. Inspired by 4D bioprinting, we develop a 4D subtractive manufacturing technique where a flexible sacrificial material can be patterned on a 2D surface, change shape when exposed to aqueous hydrogel, and subsequently degrade to produce perfusable networks in a natural hydrogel matrix that can be populated with cells. The technique is applied to fabricate organ-specific vascular networks, vascularized kidney proximal tubules, and terminal lung alveoli in a customized 384-well plate and then further scaled to a 24-well plate format to make a large vascular network, vascularized liver tissues, and for integration with ultrasound imaging. This biofabrication method eliminates the physical constraints in organ-on-a-chip systems to incorporate complex ready-to-perfuse tissue structures in an open-well design.

Abstract Three-dimensional (3D) tissue models such as epithelial spheroids or organoids have become popular for pre-clinical drug studies. However, different from 2D monolayer culture, the characterization of 3D tissue models from non-invasive brightfield images is a significant challenge. To address this issue, here we report a Deep-Learning Uncovered Measurement of Epithelial Networks (Deep-LUMEN) assay. Deep-LUMEN is an object detection algorithm that has been fine-tuned to automatically uncover subtle differences in epithelial spheroid morphology from brightfield images. This algorithm can track changes in the luminal structure of tissue spheroids and distinguish between polarized and non-polarized lung epithelial spheroids. The Deep-LUMEN assay was validated by screening for changes in spheroid epithelial architecture in response to different extracellular matrices and drug treatments. Specifically, we found the dose-dependent toxicity of Cyclosporin can be underestimated if the effect of the drug on tissue morphology is not considered. Hence, Deep-LUMEN could be used to assess drug effects and capture morphological changes in 3D spheroid models in a non-invasive manner. Significance of the work Deep learning has been applied for the first time to autonomously detect subtle morphological changes in 3D multi-cellular spheroids, such as spheroid polarity, from brightfield images in a label-free manner. The technique has been validated by detecting changes in spheroid morphology in response to changes in extracellular matrices and drug treatments.

Rationale In vitro studies using air-liquid interface (ALI) cultures enable controlled investigation of human airway epithelial cell (HAEC) responses to clinically relevant exposures. Commercial in vitro exposure systems provide precise and reproducible dosage but require significant investment. Exposure science may benefit from a more accessible customizable open-source exposure system. We present 3D printed manifolds for applying a range of exposures uniformly across standard, commercially available 6- and 24-well plates with ALI culture inserts. Methods A chamber-style exposure system and designed manifolds were evaluated for exposure uniformity via simulations and deposition of nebulized FITC-labelled dextran. Chamber and manifolds were manufactured using 3D stereolithography printing. Cannabis concentrate vapour was generated from 3 different vaporizers and applied to well plates using the manifold system. Calu-3 cells and primary HAECs were cultured on Transwell™ inserts for exposure studies. Results The manifolds produced less variation in simulations and physical deposition of FITC-dextran aerosol across well plates compared to the chamber system. Distinct doses of cannabis concentrate vapour were delivered to well plates with minimal variation among wells. Whole tobacco smoke exposure using the manifold system induced functional changes in Calu-3 barrier function, cytokine production (IL-6 and IL-8), and cell membrane potential. Cannabis smoke led to reduced primary HAEC barrier function in a dose- and strain-dependent manner. Conclusions Our data demonstrate the feasibility and the validity of our open-source 3D printed manifolds for use in studying multiple exposures and position our designs as an accessible option in parallel with commercially available systems. All article content is licensed under a Creative Commons Attribution (CC BY-NC 4.0) license ( https://creativecommons.org/licenses/by-nc/4.0/ ).