Histones H2A and H2B form part of the same nucleosomal structure as H3 and H4. Stable HeLa cell lines expressing histones H2B, H3, and H4 tagged with green fluorescent protein (GFP) were established; the tagged molecules were assembled into nucleosomes. Although H2B-GFP was distributed like DNA, H3-GFP and H4-GFP were concentrated in euchromatin during interphase and in R-bands in mitotic chromosomes. These differences probably result from an unregulated production of tagged histones and differences in exchange. In both single cells and heterokaryons, photobleaching revealed that H2B-GFP exchanged more rapidly than H3-GFP and H4-GFP. About 3% of H2B exchanged within minutes, whereas ∼40% did so slowly (t1/2 ∼ 130 min). The rapidly exchanging fraction disappeared in 5,6-dichloro-1-β-d-ribofuranosylbenzimidazole and so may represent H2B in transcriptionally active chromatin. The slowly exchanging fraction was probably associated with chromatin domains surrounding active units. H3-GFP and H4-GFP were assembled into chromatin when DNA was replicated, and then >80% remained bound permanently. These results reveal that the inner core of the nucleosome is very stable, whereas H2B on the surface of active nucleosomes exchanges continually.

Research Article1 March 1993free access Visualization of focal sites of transcription within human nuclei. D.A. Jackson D.A. Jackson Sir William Dunn School of Pathology, University of Oxford, UK. Search for more papers by this author A.B. Hassan A.B. Hassan Sir William Dunn School of Pathology, University of Oxford, UK. Search for more papers by this author R.J. Errington R.J. Errington Sir William Dunn School of Pathology, University of Oxford, UK. Search for more papers by this author P.R. Cook P.R. Cook Sir William Dunn School of Pathology, University of Oxford, UK. Search for more papers by this author D.A. Jackson D.A. Jackson Sir William Dunn School of Pathology, University of Oxford, UK. Search for more papers by this author A.B. Hassan A.B. Hassan Sir William Dunn School of Pathology, University of Oxford, UK. Search for more papers by this author R.J. Errington R.J. Errington Sir William Dunn School of Pathology, University of Oxford, UK. Search for more papers by this author P.R. Cook P.R. Cook Sir William Dunn School of Pathology, University of Oxford, UK. Search for more papers by this author Author Information D.A. Jackson1, A.B. Hassan1, R.J. Errington1 and P.R. Cook1 1Sir William Dunn School of Pathology, University of Oxford, UK. The EMBO Journal (1993)12:1059-1065https://doi.org/10.1002/j.1460-2075.1993.tb05747.x PDFDownload PDF of article text and main figures. ToolsAdd to favoritesDownload CitationsTrack CitationsPermissions ShareFacebookTwitterLinked InMendeleyWechatReddit Figures & Info HeLa cells were encapsulated in agarose microbeads, permeabilized and incubated with Br-UTP in a ‘physiological’ buffer; then sites of RNA synthesis were immunolabelled using an antibody that reacts with Br-RNA. After extending nascent RNA chains by < 400 nucleotides in vitro, approximately 300–500 focal synthetic sites can be seen in each nucleus by fluorescence microscopy. Most foci also contain a component of the splicing apparatus detected by an anti-Sm antibody. alpha-amanitin, an inhibitor of RNA polymerase II, prevents incorporation into these foci; then, using a slightly higher salt concentration, approximately 25 nucleolar foci became clearly visible. Both nucleolar and extra-nucleolar foci remain after nucleolytic removal of approximately 90% chromatin. An underlying structure probably organizes groups of transcription units into ‘factories’ where transcripts are both synthesized and processed. Previous ArticleNext Article Volume 12Issue 31 March 1993In this issue RelatedDetailsLoading ...

The three-dimensional structure of a double-stranded DNA molecule may be described by distinguishing the helical turns of the DNA duplex from any superhelical turns that might be superimposed upon the duplex turns. There are characteristic changes in the hydrodynamic properties of superhelical DNA molecules when they interact with intercalating agents. The hydrodynamic properties of nuclear structures released by gently lysing human cells are changed by intercalating agents in this characteristic manner. The characteristic changes are abolished by irradiating the cells with gamma-rays but may be restored by incubating the cells at 37 degrees C after irradiation. These results are interpreted as showing that human DNA is supercoiled. A model for the structure of the chromosome is suggested.

HeLa cells in early S phase were encapsulated in agarose microbeads, permeabilized, and incubated with biotin-11-dUTP in a “physiological” buffer. Sites of DNA synthesis were then immunolabeled. As others have found, ∼ 150 focal sites of synthesis were visible in each nucleus by light microscopy; they also contained DNA polymerase α and proliferating cell nuclear antigen. Electron microscopy of thick resinless sections from which ∼ 90% of the chromatin had been removed revealed a similar number of dense, morphologically discrete ovoid bodies strung along a nucleoskeleton. The ovoids remained morphologically and functionally intact despite the removal of most of the chromatin. After 2.5 min of incubation with biotin-11-dUTP, the incorporated analog was associated only with ovoids; after 5 min it began to spread into the adjacent chromatin, which became extensively labeled after 1 hr. This provides visual evidence for polymerization “factories” fixed to a skeleton, with replication occurring as the template moves through them.

ABSTRACT Nascent transcripts in permeabilized HeLa cells were elongated by ∼30-2,000 nucleotides in Br-UTP or biotin-14-CTP, before incorporation sites were immunolabelled either pre- or post-embedding, and visualized by light or electron microscopy. Analogues were concentrated in ∼2,100 (range 2,000-2,700) discrete sites attached to a nucleoskeleton and surrounded by chromatin. A typical site contained a cluster (diameter 71 nm) of at least 4, and probably about 20, engaged polymerases, plus associated transcripts that partially overlapped a zone of RNA polymerase II, ribonucleoproteins, and proteins rich in thiols and acidic groups. As each site probably contains many transcription units, these results suggest that active polymerases are confined to these sites, which we call transcription ‘factories’. Results are consistent with transcription occurring as templates slide past attached polymerases, as nascent RNA is extruded into the factories.

ABSTRACT Structures resembling nuclei but depleted of protein may be released by gently lysing cells in solutions containing non-ionic detergents and high concentrations of salt. These nucleoids sediment in gradients containing intercalating agents in a manner characteristic of DNA that is intact, supercoiled and circular. The concentration of salt present during isolation of human nucleoids affects their protein content. When made in 1·95 M NaCl they lack histones and most of the proteins characteristic of chromatin; in 1·0 M NaCl they contain variable amounts of histones. The effects of various treatments on nucleoid integrity were investigated.

Circular RNAs are found in a wide range of organisms and it has been proposed that they perform disparate functions. However, how RNA circularization is connected to alternative splicing remains largely unexplored. Here, we stimulated primary human endothelial cells with tumor necrosis factor α or tumor growth factor β, purified RNA, generated > 2.4 billion RNA-seq reads, and used a custom pipeline to characterize circular RNAs derived from coding exons. We find that circularization of exons is widespread and correlates with exon skipping, a feature that adds considerably to the regulatory complexity of the human transcriptome.

Significance We use molecular dynamics to simulate reversible binding of proteins to DNA and uncover an unexpected force driving DNA compaction and protein aggregation. In the absence of any explicit interactions between proteins, or between templates, we find proteins aggregate spontaneously to locally organize the genome. The simulations reproduce the structures seen experimentally when small bivalent proteins assemble into rows (like bacterial H-NS protein), larger proteins with eight binding sites into irregular strings (like octameric nucleosomal cores in chromatin fibers), and still-larger complexes representing RNA polymerase II and a transcription factor (NFκB) into clusters surrounded by loops (like transcription factories). We suggest clustering is driven by an entropic bridging-induced attraction that minimizes bending and looping penalties in the template.

Biophysicists are modeling conformations of interphase chromosomes, often basing the strengths of interactions between segments distant on the genetic map on contact frequencies determined experimentally. Here, instead, we develop a fitting-free, minimal model: bivalent or multivalent red and green 'transcription factors' bind to cognate sites in strings of beads ('chromatin') to form molecular bridges stabilizing loops. In the absence of additional explicit forces, molecular dynamic simulations reveal that bound factors spontaneously cluster-red with red, green with green, but rarely red with green-to give structures reminiscent of transcription factories. Binding of just two transcription factors (or proteins) to active and inactive regions of human chromosomes yields rosettes, topological domains and contact maps much like those seen experimentally. This emergent 'bridging-induced attraction' proves to be a robust, simple and generic force able to organize interphase chromosomes at all scales.

SUMMARY Eukaryotic chromosomes compact during mitosis and meiosis into elongated cylinders – and not the spherical globules expected of self-attracting long flexible polymers. This process is mainly driven by condensin-like proteins. Here, we present Brownian-dynamics simulations involving two types of such proteins. The first anchors topologically-stable and long-lived chromatin loops to create bottlebrush structures. The second forms multivalent bridges between distant parts of these loops without entrapping them. We show bridging factors lead to the formation of shorter and stiffer mitotic-like cylinders, without requiring any energy input. These cylinders have several features matching experimental observations. For instance, the axial condensin backbone breaks up into clusters as found by microscopy, and cylinder elasticity qualitatively matches that seen in chromosome pulling experiments. Additionally, simulating global condensin depletion or local faulty condensin loading gives phenotypes in agreement with experiments, and provides a mechanistic model to understand mitotic chromatin structure at common fragile sites.