The prospects for using autologous induced pluripotent stem cells (iPSCs) in cell replacement therapy have been tempered by evidence that undifferentiated, syngeneic mouse iPSCs are immunogenic upon transplantation. However, the immunogenicity of more therapeutically relevant differentiated cells remains unexplored. Here, we differentiated mouse iPSCs into embryoid bodies (EBs) or representative cell types spanning the three embryonic germ layers and assessed their immunogenicity in vitro and after their transplantation into syngeneic recipients. We found no evidence of increased T cell proliferation in vitro, rejection of syngeneic iPSC-derived EBs/tissue-specific cells (TSCs) after transplantation, or an antigen-specific secondary immune response. Thus, differentiated cells derived from syngeneic iPSCs do not appear to be rejected after transplantation. We also found little evidence of an immune response to undifferentiated, syngeneic iPSCs. Our data support the idea that differentiated cells generated from autologous iPSCs could be applied for cell replacement therapy without eliciting immune rejection.

Advancing bioprinted vascular grafts for clinical applications faces the challenge of obtaining sufficient functional endothelial cells and smooth muscle cells essential for the biofabrication of blood vessels. Accurate placement of these cells is crucial for optimal performance. Tissue engineering, particularly with adipose-derived stem cells (ADSCs), offers promising solutions. In this approach, ADSCs were cultivated and differentiated into endothelial cells (dECs) in vitro using VEGF-165 PODS® (Polyhedrin Delivery System), while smooth muscle cells (dSMCs) were differentiated in situ within the outer layer of the 3D bioprinted vessel using TGF-β1 PODS® with bioink VascuBiomatrixTM. The effect of PODS® on production of differentiated Endothelial Cells (dECs) and Smooth Muscle Cells (dSMCs) was validated through flow cytometry, immunocytochemical staining, and RT-PCR, using cell specific markers, as well as immunolabeling for extracellular collagen I and elastin. This confirmed that cells within the vessel walls retained their phenotype and secreted human extracellular matrix (ECM) components. Scanning electron microscopy (SEM) confirmed the vessels' morphology and dimensions, and tensile testing and burst pressure tests assessed mechanical properties. In vivo compatibility was evaluated by blood hemocompatibility and the CAM (Ex Ovo chorioallantoic membrane) assay. Results confirmed the successful fabrication of a bilayer blood vessel structure with smooth muscle cells and an endothelial lining, exhibiting adequate physiological properties. Hemocompatibility and in vivo CAM assays demonstrated low platelet adhesion, improved biocompatibility, and angiogenic properties. These findings suggest that integrating ADSCs and bioink for 3D bioprinting provides a practical solution for fabricating functional small-diameter vascular grafts. This study advances vascular tissue engineering through the combination of stem cells, growth factor delivery systems, and bioprinting technology.

Abstract Clinical GATA2 deficiency syndromes arise from germline haploinsufficiency inducing mutations in GATA2 , resulting in immunodeficiency that evolves to myelodysplastic syndrome (MDS)/acute myeloid leukemia (AML). How GATA2 haploinsufficiency disrupts the function and transcriptional network of hematopoietic stem/progenitors (HSCs/HSPCs) to facilitate the shift from immunodeficiency to pre-leukemia is poorly characterised. Using a conditional mouse model harboring a single allele deletion of Gata2 from the start of HSC development in utero , we identified pervasive defects in HSPC differentiation from young adult Gata2 haploinsufficient mice during B-cell development, early erythroid specification, megakaryocyte maturation to platelets and inflammatory cell generation. Gata2 haploinsufficiency abolished HSC self-renewal and multi-lineage differentiation capacity. These functional alterations closely associated with deregulated DNA damage responses and inflammatory signalling conveyed from Gata2 haploinsufficient HSCs. We identified genetic interplay between Gata2 and Asxl1 , a driver of DNA damage and inflammation and, notably, a recurrent secondary mutation found in GATA2 haploinsufficiency disease progression to MDS/AML. shRNA mediated knockdown of Asxl1 in Gata2 haploinsufficient HSPCs led to an enhanced differentiation block in vitro . By analysis of HSCs from young adult compound Gata2/Asxl1 haploinsufficient mice, we discovered hyperproliferation of double haploinsufficient HSCs, which were also functionally compromised in transplantation compared to their single Gata2 or Asxl1 haploinsufficient counterparts. Through both Gata2/Asxl1 dependent and unique transcriptional programs, HSCs from compound Gata2/Asxl1 haploinsufficient fortified deregulated DNA damage responses and inflammatory signalling initiated in Gata2 haploinsufficient HSCs and established a broad pre-leukemic program. Our data reveal how Gata2 haploinsufficiency initially drives deregulation of HSC genome integrity and suggest the mechanisms of how secondary mutations like ASXL1 take advantage of HSC genomic instability to nurture a pre-leukemic state in GATA2 haploinsufficiency syndromes.