ABSTRACT An efficient genome-scale editing tool is required for construction of industrially useful microbes. We describe a targeted, continual multigene editing strategy that was applied to the Escherichia coli genome by using the Streptococcus pyogenes type II CRISPR-Cas9 system to realize a variety of precise genome modifications, including gene deletion and insertion, with a highest efficiency of 100%, which was able to achieve simultaneous multigene editing of up to three targets. The system also demonstrated successful targeted chromosomal deletions in Tatumella citrea , another species of the Enterobacteriaceae , with highest efficiency of 100%.

Abstract Corynebacterium glutamicum is an important industrial metabolite producer that is difficult to genetically engineer. Although the Streptococcus pyogenes ( Sp ) CRISPR-Cas9 system has been adapted for genome editing of multiple bacteria, it cannot be introduced into C. glutamicum . Here we report a Francisella novicida ( Fn ) CRISPR-Cpf1-based genome-editing method for C. glutamicum . CRISPR-Cpf1, combined with single-stranded DNA (ssDNA) recombineering, precisely introduces small changes into the bacterial genome at efficiencies of 86–100%. Large gene deletions and insertions are also obtained using an all-in-one plasmid consisting of Fn Cpf1, CRISPR RNA, and homologous arms. The two CRISPR-Cpf1-assisted systems enable N iterative rounds of genome editing in 3 N +4 or 3 N +2 days. A proof-of-concept, codon saturation mutagenesis at G149 of γ-glutamyl kinase relieves L -proline inhibition using Cpf1-assisted ssDNA recombineering. Thus, CRISPR-Cpf1-based genome editing provides a highly efficient tool for genetic engineering of Corynebacterium and other bacteria that cannot utilize the Sp CRISPR-Cas9 system.

New unsymmetrical diarylethenes were synthesized and their photochromic and fluorescent properties are tailored by Cu(2+) and CN(-) coordinations. A novel molecular logic keypad lock is constructed based on the fluorescence emission changes by the inputs of UV/visible irradiation, Cu(2+) and CN(-).

Recent progress in stem cell therapy has demonstrated the therapeutic potential of intravenous stem cell infusions for treating the life-threatening lung disease of pulmonary fibrosis (PF). However, it is confronted with limitations, such as a lack of control over cellular function and rapid clearance by the host after implantation. In this study, we developed an innovative PF therapy through tracheal administration of microfluidic-templated stem cell-laden microcapsules, which effectively reversed the progression of inflammation and fibrotic injury. Our findings highlight that hydrogel microencapsulation can enhance the persistence of donor mesenchymal stem cells (MSCs) in the host while driving MSCs to substantially augment their therapeutic functions, including immunoregulation and matrix metalloproteinase (MMP)-mediated extracellular matrix (ECM) remodeling. We revealed that microencapsulation activates the MAPK signaling pathway in MSCs to increase MMP expression, thereby degrading overexpressed collagen accumulated in fibrotic lungs. Our research demonstrates the potential of hydrogel microcapsules to enhance the therapeutic efficacy of MSCs through cell-material interactions, presenting a promising yet straightforward strategy for designing advanced stem cell therapies for fibrotic diseases.