Hydrodynamic force loading platforms based on acoustofluidics have been developed to study the mechanical deformation of cancer cells and to control cell behavior. However, so far there have been no experimental measurements on living plant cells using such an acoustic approach. Unique structures, including cell walls, allow plant cells to exhibit more variation in mechanical resistance. In this work, we analyzed plant cell deformation and membrane permeability using a gigahertz (GHz) acoustofluidic system. By recording the proportion of intact cells in the cell population, we evaluated the mechanical resistance of the protoplasts to the hydrodynamic forces of the acoustic streaming. The results showed that a regenerated primary cell wall (PCW) could significantly improve the mechanical resistance of individual plant cells within 24 h compared to the freshly prepared protoplasts without walls. The results of enzymatic degradation showed that three main components of the primary cell wall contribute to different degrees to the improvement of the mechanical properties of the cells, in decreasing order: cellulose, hemicellulose, and pectin. Furthermore, we have shown that such an acoustofluidic system can alter the permeability of the protoplast membrane in a controllable manner for transient gene expression.

Compared to animal cells, phenotypic characterization of single plant cells on microfluidic platforms is still rare. In this work, we collated population statistics on the morphological, biochemical, physical and electrical properties of Arabidopsis protoplasts under different external and internal conditions, using progressively improved microfluidic platforms. First, we analyzed the different effects of three phytohormones (auxin, cytokinin and gibberellin) on the primary cell wall (PCW) regeneration process using a microfluidic flow cytometry platform equipped with a single-channel fluorescence sensor. Second, we correlated the intracellular reactive oxygen species (ROS) level induced by heavy metal stress with the concurrent PCW regeneration process by using a dual-channel fluorescence sensor. Third, by integrating contraction channels, we were able to effectively discriminate variations in cell size while monitoring the intensity of intracellular ROS signaling. Fourth, by combining an electrical impedance electrode with the contraction channel, we analyzed the differences in electrical and mechanical properties of wild-type and mutant plant cells before and after primary cell wall regeneration. Overall, our work demonstrates the feasibility and sensitivity of microfluidic flow cytometry in high-throughput phenotyping of plant cells and provides a reference for assessing metabolic and physiological indicators of individual plant cells in multiple dimensions.