Calcium oscillations suppress mitochondrial movements along the microtubules to support on-demand distribution of mitochondria. To activate this mechanism, Ca 2+ targets a yet unidentified cytoplasmic factor that does not seem to be a microtubular motor or a kinase/phosphatase. Here, we have studied the dependence of mitochondrial dynamics on the Miro GTPases that reside in the mitochondria and contain two EF-hand Ca 2+ -binding domains, in H9c2 cells and primary neurons. At resting cytoplasmic [Ca 2+ ] ([Ca 2+ ] c ), movements of the mitochondria were enhanced by Miro overexpression irrespective of the presence of the EF-hands. The Ca 2+ -induced arrest of mitochondrial motility was also promoted by Miro overexpression and was suppressed when either the Miro were depleted or their EF-hand was mutated. Miro also enhanced the fusion state of the mitochondria at resting [Ca 2+ ] c but promoted mitochondrial fragmentation at high [Ca 2+ ] c . These effects of Miro on mitochondrial morphology seem to involve Drp1 suppression and activation, respectively. In primary neurons, Miro also caused an increase in dendritic mitochondrial mass and enhanced mitochondrial calcium signaling. Thus, Miro proteins serve as a [Ca 2+ ] c -sensitive switch and bifunctional regulator for both the motility and fusion-fission dynamics of the mitochondria.

Sodium plays a key role in determining the basal excitability of the nervous systems through the resting “leak” Na+ permeabilities, but the molecular identities of the TTX- and Cs+-resistant Na+ leak conductance are totally unknown. Here we show that this conductance is formed by the protein NALCN, a substantially uncharacterized member of the sodium/calcium channel family. Unlike any of the other 20 family members, NALCN forms a voltage-independent, nonselective cation channel. NALCN mutant mice have a severely disrupted respiratory rhythm and die within 24 hours of birth. Brain stem-spinal cord recordings reveal reduced neuronal firing. The TTX- and Cs+-resistant background Na+ leak current is absent in the mutant hippocampal neurons. The resting membrane potentials of the mutant neurons are relatively insensitive to changes in extracellular Na+ concentration. Thus, NALCN, a nonselective cation channel, forms the background Na+ leak conductance and controls neuronal excitability.

The chemokine receptor CXCR2 is a key mediator of neutrophil migration that also plays a role in tumor development. However, CXCR2 influences tumors through multiple mechanisms and might promote or inhibit tumor development depending on context. Here, we used several mouse models of spontaneous and inflammation-driven neoplasia to define indispensable roles for CXCR2 in benign and malignant tumors. CXCR2-activating chemokines were part of the secretome of cultured primary benign intestinal adenomas (ApcMin/+) and highly expressed by all tumors in all models. CXCR2 deficiency profoundly suppressed inflammation-driven tumorigenesis in skin and intestine as well as spontaneous adenocarcinoma formation in a model of invasive intestinal adenocarcinoma (AhCreER;Apcfl/+;Ptenfl/fl mice). Pepducin-mediated CXCR2 inhibition reduced tumorigenesis in ApcMin/+ mice. Ly6G+ neutrophils were the dominant source of CXCR2 in blood, and CXCR2 deficiency attenuated neutrophil recruitment. Moreover, systemic Ly6G+ cell depletion purged CXCR2-dependent tumor-associated leukocytes, suppressed established skin tumor growth and colitis-associated tumorigenesis, and reduced ApcMin/+ adenoma formation. CXCR2 is thus a potent protumorigenic chemokine receptor that directs recruitment of tumor-promoting leukocytes into tissues during tumor-inducing and tumor-driven inflammation. Similar leukocyte populations were also found in human intestinal adenomas, which suggests that CXCR2 antagonists may have therapeutic and prophylactic potential in the treatment of cancer.

Abstract Alveolar rhabdomyosarcoma is a life-threatening myogenic cancer of children and adolescent young adults, driven primarily by the chimeric transcription factor PAX3–FOXO1. The mechanisms by which PAX3–FOXO1 dysregulates chromatin are unknown. We find PAX3–FOXO1 reprograms the cis-regulatory landscape by inducing de novo super enhancers. PAX3–FOXO1 uses super enhancers to set up autoregulatory loops in collaboration with the master transcription factors MYOG, MYOD, and MYCN. This myogenic super enhancer circuitry is consistent across cell lines and primary tumors. Cells harboring the fusion gene are selectively sensitive to small-molecule inhibition of protein targets induced by, or bound to, PAX3–FOXO1-occupied super enhancers. Furthermore, PAX3–FOXO1 recruits and requires the BET bromodomain protein BRD4 to function at super enhancers, resulting in a complete dependence on BRD4 and a significant susceptibility to BRD inhibition. These results yield insights into the epigenetic functions of PAX3–FOXO1 and reveal a specific vulnerability that can be exploited for precision therapy. Significance: PAX3–FOXO1 drives pediatric fusion-positive rhabdomyosarcoma, and its chromatin-level functions are critical to understanding its oncogenic activity. We find that PAX3–FOXO1 establishes a myoblastic super enhancer landscape and creates a profound subtype-unique dependence on BET bromodomains, the inhibition of which ablates PAX3–FOXO1 function, providing a mechanistic rationale for exploring BET inhibitors for patients bearing PAX-fusion rhabdomyosarcoma. Cancer Discov; 7(8); 884–99. ©2017 AACR. This article is highlighted in the In This Issue feature, p. 783

Abstract Oncogenic RAS induces perinuclear translocation of the oncogenic kinases ERK1/2 and CK2 and the MAPK scaffold KSR1, forming endosomal signaling hubs termed perinuclear signaling centers (PSCs). PSCs are found in nearly all cancer cell lines and tumor tissues, suggesting that compartmentalization of oncogenic kinases drives tumorigenesis. We show here that the endosomal adaptor, TOLLIP, tethers RAB11A + signaling endosomes containing CK2 and KSR1, but not ERK, to the perinuclear ER. TOLLIP binds to the KSR1 CA5 pseudo-kinase domain through a conserved region predicted to form a β-hairpin, thus anchoring PSCs to perinuclear endosomes. TOLLIP is perinuclear in cancer cells and KRas G12D -driven mouse tumors but is pan-cytoplasmic in non-transformed cells, correlating with the presence of PSCs. TOLLIP is required for proliferation/survival of KRAS mutant tumor cells but not HRAS, NRAS and BRAF cancers or non-transformed cells. KRas G12D -induced lung lesions in Tollip KO/KO mice showed reduced numbers of carcinomatous lesions, implicating TOLLIP in progression to malignant cancer. Phosphoproteomics studies revealed that perinuclear CK2 phosphorylates specific substrates, particularly proteins involved in ribosome biogenesis and translation such as RIOK1 and eIF4B. In summary, our findings identify TOLLIP as a key signaling adaptor in KRAS tumors whose inhibition is a potential vulnerability of these cancers.

Cytosolic IDH1 enzyme plays a key, but currently unexplored, role in lipid biosynthesis. Using Raman imaging microscopy, we identified heterogeneous lipid profiles in cellular organelles attributed uniquely to IDH1 mutations. Via organelle lipidomics, we found an increase in saturated and monounsaturated fatty acids in the endoplasmic reticulum of IDH1mut cells compared with IDHWT glioma. We showed that these fatty acids incorporate into phospholipids and induce organelle dysfunctions, with prominent dilation of Golgi apparatus, which can be restored by transient knockdown of stearyl-CoA desaturase or inhibition of D-2-hydroxyglutarate (D-2HG) formation. We validated these findings using tissue from patients with glioma. Oleic acid addition led to increased sensitivity to apoptosis of IDH1mut cells compared with IDHWT. Addition of D-2HG to U251WT cells lead in increased ER and Golgi apparatus dilation. Collectively, these studies provide clinically relevant insights into the functional link between IDH1mut-induced lipid alterations and organelle dysfunction, with therapeutic implications.

Abstract Aims Dynamic alterations in cardiac DNA methylation have been implicated in the development of heart failure (HF) with evidence of ischaemic heart disease (IHD); however, there is limited research into cell specific, DNA methylation sensitive genes that are affected by dysregulated DNA methylation patterns. In this study, we aimed to identify DNA methylation sensitive genes in the ischaemic heart and elucidate their role in cardiac fibrosis. Methods A multi‐omics integrative analysis was carried out on RNA sequencing and methylation sequencing on HF with IHD ( n = 9) versus non‐failing ( n = 9) left ventricular tissue, which identified Integrin beta‐like 1 ( ITGBL1 ) as a gene of interest. Expression of Itgbl1 was assessed in three animal models of HF; an ischaemia‐reperfusion pig model, a myocardial infarction mouse model and an angiotensin‐II infused mouse model. Single nuclei RNA sequencing was carried out on heart tissue from angiotensin‐II infused mice to establish the expression profile of Itgbl1 across cardiac cell populations. Subsequent in vitro analyses were conducted to elucidate a role for ITGBL1 in human cardiac fibroblasts. DNA pyrosequencing was applied to assess ITGBL1 CpG methylation status in genomic DNA from human cardiac tissue and stimulated cardiac fibroblasts. Results ITGBL1 was >2‐fold up‐regulated ( FDR adj P = 0.03) and >10‐fold hypomethylated ( FDR adj P = 0.01) in human HF with IHD left ventricular tissue compared with non‐failing controls. Expression of Itgbl1 was up‐regulated in three isolated animal models of HF and showed conserved correlation between increased Itgbl1 and diastolic dysfunction. Single nuclei RNA sequencing highlighted that Itgbl1 is primarily expressed in cardiac fibroblasts, while functional studies elucidated a role for ITGBL1 in cardiac fibroblast migration, evident in 50% reduced 24 h fibroblast wound closure occurring subsequent to siRNA‐targeted ITGBL1 knockdown. Lastly, evidence provided from DNA pyrosequencing supports the theory that differential expression of ITGBL1 is caused by DNA hypomethylation. Conclusions ITGBL1 is a gene that is mainly expressed in fibroblasts, plays an important role in cardiac fibroblast migration, and whose expression is significantly increased in the failing heart. The mechanism by which increased ITGBL1 occurs is through DNA hypomethylation.