Null mutations in the progranulin gene ( PGRN ) were recently reported to cause tau-negative frontotemporal dementia linked to chromosome 17. We assessed the genetic contribution of PGRN mutations in an extended population of patients with frontotemporal lobar degeneration (FTLD) ( N =378). Mutations were identified in 10% of the total FTLD population and 23% of patients with a positive family history. This mutation frequency dropped to 5% when analysis was restricted to an unbiased FTLD subpopulation ( N =167) derived from patients referred to Alzheimer's Disease Research Centers (ADRC). Among the ADRC patients, PGRN mutations were equally frequent as mutations in the tau gene ( MAPT ). We identified 23 different pathogenic PGRN mutations, including a total of 21 nonsense, frameshift and splice-site mutations that cause premature termination of the coding sequence and degradation of the mutant RNA by nonsense-mediated decay. We also observed an unusual splice-site mutation in the exon 1 5′ splice site, which leads to loss of the Kozac sequence, and a missense mutation in the hydrophobic core of the PGRN signal peptide. Both mutations revealed novel mechanisms that result in loss of functional PGRN. One mutation, c.1477C>T (p.Arg493X), was detected in eight independently ascertained familial FTLD patients who were shown to share a common extended haplotype over the PGRN genomic region. Clinical examination of patients with PGRN mutations revealed highly variable onset ages with language dysfunction as a common presenting symptom. Neuropathological examination showed FTLD with ubiquitin-positive cytoplasmic and intranuclear inclusions in all PGRN mutation carriers.

Neurofibromatosis Type 1 (NF1) is caused by loss of function variants in the NF1 gene. Most patients with NF1 develop skin lesions called cutaneous neurofibromas (cNFs). Currently the only approved therapeutic for NF1 is selumetinib, a mitogen -activated protein kinase (MEK) inhibitor. The purpose of this study was to analyze the transcriptome of cNF tumors before and on selumetinib treatment to understand both tumor composition and response. We obtained biopsy sets of tumors both pre- and on- selumetinib treatment from the same individuals and were able to collect sets from four separate individuals. We sequenced mRNA from 5844 nuclei and identified 30,442 genes in the untreated group and sequenced 5701 nuclei and identified 30,127 genes in the selumetinib treated group. We identified and quantified distinct populations of cells (Schwann cells, fibroblasts, pericytes, myeloid cells, melanocytes, keratinocytes, and two populations of endothelial cells). While we anticipated that cell proportions might change with treatment, we did not identify any one cell population that changed significantly, likely due to an inherent level of variability between tumors. We also evaluated differential gene expression based on drug treatment in each cell type. Ingenuity pathway analysis (IPA) was also used to identify pathways that differ on treatment. As anticipated, we identified a significant decrease in ERK/MAPK signaling in cells including Schwann cells but most specifically in myeloid cells. Interestingly, there is a significant decrease in opioid signaling in myeloid and endothelial cells; this downward trend is also observed in Schwann cells and fibroblasts. Cell communication was assessed by RNA velocity, Scriabin, and CellChat analyses which indicated that Schwann cells and fibroblasts have dramatically altered cell states defined by specific gene expression signatures following treatment (RNA velocity). There are dramatic changes in receptor-ligand pairs following treatment (Scriabin), and robust intercellular signaling between virtually all cell types associated with extracellular matrix (ECM) pathways (Collagen, Laminin, Fibronectin, and Nectin) is downregulated after treatment. These response specific gene signatures and interaction pathways could provide clues for understanding treatment outcomes or inform future therapies.