ABSTRACT Delays in the identification of microorganisms are a barrier to the establishment of adequate empirical antibiotic therapy of bacteremia. Matrix-assisted laser desorption ionization-time of flight mass spectrometry (MALDI-TOF-MS) allows the identification of microorganisms directly from colonies within minutes. In this study, we have adapted and tested this technology for use with blood culture broths, thus allowing identification in less than 30 min once the blood culture is detected as positive. Our method is based on the selective recovery of bacteria by adding a detergent that solubilizes blood cells but not microbial membranes. Microorganisms are then extracted by centrifugation and analyzed by MALDI-TOF-MS. This strategy was first tested by inoculating various bacterial and fungal species into negative blood culture bottles. We then tested positive patient blood or fluid samples grown in blood culture bottles, and the results obtained by MALDI-TOF-MS were compared with those obtained using conventional strategies. Three hundred twelve spiked bottles and 434 positive cultures from patients were analyzed. Among monomicrobial fluids, MALDI-TOF-MS allowed a reliable identification at the species, group, and genus/family level in 91%, 5%, and 2% of cases, respectively, in 20 min. In only 2% of these samples, MALDI-TOF MS did not yield any result. When blood cultures were multibacterial, identification was improved by using specific databases based on the Gram staining results. MALDI-TOF-MS is currently the fastest technique to accurately identify microorganisms grown in positive blood culture broths.

Patients suffering from chronic lung diseases are abnormally colonized by many commensal and pathogenic bacterial species among which Staphylococcus aureus is the most commonly identified pathogen (prevalence in the lungs of cystic fibrosis (CF) patients greater than 70%). However, the mechanisms underlying the adaptation of S. aureus to the lung are poorly understood. To get further insights into the molecular mechanisms of S. aureus adaptation to the chronic immunocompromised lung environment, we selected four pairs of sequential S. aureus isolates from 3 patients with CF and a patient with defective IgG antibody production suffering from chronic lung diseases. We used a combination of genomic, proteomic and metabolomic approaches with functional assays for in-depth characterization of S. aureus long-term persistence during chronic lung infection. We demonstrate that chronic infection with S. aureus is related to the accumulation of genetic modifications inducing altered protein expression profiles and notable metabolic changes. These modifications are concordant with both patient-specific adaptation and convergent evolution of S. aureus isolates. We identified several metabolic pathways (e.g., pantothenate and fatty acids) and virulence regulators (encoded by agr and sae loci) that could constitute therapeutic targets. Importantly, we show that long-term S. aureus infection leads to an increased ability to form biofilm and to a prolonged intracellular survival. Importantly, the increased ability to persist intracellularly was confirmed for S. aureus isolates within the own patient epithelial cells. Our results strongly suggest that the intracellular environment might constitute an important niche of persistence and relapse necessitating adapted antibiotic treatments. Moreover, the multi-omics approach described in this study paves the way towards personalized medicine for the chronic infection management.

ABSTRACT The efficient natural transformation of Neisseria meningitidis allows the rapid construction of bacterial mutants in which the genes of interest are interrupted or replaced by antibiotic-resistance cassettes. However, this proved to be a double-edged sword, i.e., although facilitating the genetic characterization of this important human pathogen, it has limited the development of strategies for constructing markerless mutants without antibiotic-resistance markers. In addition, efficient tools for complementation or labeling are also lacking in N. meningitidis . In this study, we significantly expand the meningococcal genetic toolbox by developing new and efficient tools for the construction of markerless mutants (using a dual counterselection strategy), genetic complementation (using integrative vectors), and cell labeling (using a self-labeling protein tag). This expanded toolbox paves the way for more in-depth genetic characterization of N. meningitidis and might also be useful in other Neisseria species. IMPORTANCE Neisseria meningitidis and Neisseria gonorrhoeae are two important human pathogens. Research focusing on these bacteria requires genetic engineering, which is facilitated by their natural ability to undergo transformation. However, the ease of mutant engineering has led the Neisseria community to neglect the development of more sophisticated tools for gene editing, particularly for N. meningitidis . In this study, we have significantly expanded the meningococcal genetic toolbox by developing novel and efficient tools for markerless mutant construction, genetic complementation, and cell tagging. This expanded toolbox paves the way for more in-depth genetic characterization of N. meningitidis and might also be useful in other Neisseria species.

ABSTRACT The efficient transformation of Neisseria meningitidis and Neisseria gonorrhoeae facilitates the rapid construction of bacterial mutants with insertion of antibiotic resistance cassettes. However, this strategy limits the construction of strains with multiple mutations. Recent advances in markerless strategies for Neisseria species have enabled the construction of mutants without antibiotic resistance markers. However, these innovative approaches have potential limitations related to the selection strategy or the possible occurrence of spontaneous mutations in the selection marker genes. In addition, complementation tools or labelling strategies for N. meningitidis are also lacking. In this study, we have introduced new tools for markerless mutation, genetic complementation and labelling in N. meningitidis , thus improving the research possibilities for understanding and tackling these pathogens.

Neisseria meningitidis is a human commensal bacterium that can opportunistically invade the bloodstream and cross the blood-brain barrier, where it can cause septicaemia and meningitis. These diseases, if left untreated, can be lethal within hours. Hyperinvasive N. meningitidis strains often express a genomically encoded filamentous bacteriophage called MDAφ, which promotes colonisation of mucosal host surfaces to facilitate invasion. How this phage is organised and how it promotes biofilm formation and infection at the molecular level is unclear. Here, we present an electron cryomicroscopy structure of the MDA phage, showing that MDAφ is a class I filamentous inovirus, with the major capsid protein arranged within the phage as a highly curved and densely packed α-helix. Comparison with other filamentous bacteriophages offers clues about inoviral genome encapsidation mechanisms, providing a framework for understanding the evolutionary diversity of inoviruses. A disordered, N-terminal segment in the major capsid protein presents hydrophobic patches on the surface of assembled phage particles, which, together with electron cryotomography data of phage bundles, furnishes a structural rationale for phage-phage interactions that were seen previously in an epithelium adhesion infection model of N. meningitidis . Taken together, our results shed light on the structure, organisation, and higher order assembly of a biomedically relevant phage encoded in the genome of a human pathogen. Molecular insights gleaned from this study increase our understanding of phage evolution, phage-mediated bacterial adhesion and pathogenicity.