Significance Genome editing technologies enable the permanent repair of disease-causing genetic mutations. However, the application of this technology has been limited by the technical challenge of achieving safe, effective, and specific in vivo delivery of the CRISPR-Cas9 genome editing components. Here, we report the development of a newly identified lipid nanoparticle (LNP) for specific delivery of CRISPR-Cas9 mRNA to the liver. While LNPs have been FDA approved for delivery of siRNA to the liver, here we examine their application for genome editing. When compared head-to-head, our delivery platform significantly outperforms the FDA-approved LNP in the efficient delivery of Cas9 mRNA for knockdown of the Angptl3 gene and subsequent regulation of hypercholesterolemia, while matching the safety and specificity of the approved platform.

Tryptamine-derived lipidoid-doped lipid nanoparticle formulations facilitate cargos crossing the blood-brain barrier.

CRISPR/Cas9 ribonucleoprotein (RNP) complexes with transient therapeutic activity and minimum off-target effects have attracted tremendous attention in recent years for genome editing and have been successfully employed in diverse targets. One ongoing challenge is how to transport structurally and functionally intact Cas9 protein and guide RNA molecules into cells efficiently and safely. Here we report a combinatorial library of disulfide bond-containing cationic lipidoid nanoparticles (LNPs) as carrier systems for intracellular Cas9/sgRNA delivery and subsequent genome editing. Nanoparticles with high efficacies of targeted gene knockout as well as relatively low cytotoxicities have been identified through in vitro screening. The in vivo biodistribution profiles were studied utilizing fluorescent dye labeled and RNP complexed LNPs. Results from this study may shed some light on the design of effective cationic lipidoids for intracellular delivery of genome editing platforms, as well as optimizing the nanoparticle formulations for further disease modeling and therapeutic applications.

In situ cancer vaccination by lipidoid nanoparticles enhances antigen cross-presentation and STING activation.

Abstract Mesenchymal stem cells (MSCs) are widely used in regenerative medicine and tissue engineering and delivering biological molecules into MSCs has been used to control stem cell behavior. However, the efficient delivery of large biomolecules such as DNA, RNA, and proteins into MSCs using nonviral delivery strategies remains an ongoing challenge. Herein, nanoparticles composed of cationic bioreducible lipid‐like materials (lipidoids) are developed to intracellularly deliver mRNA into human mesenchymal stem cells (hMSCs). The delivery efficacy to hMSCs is improved by adding three excipients including cholesterol, 1,2‐dioleoyl‐sn‐glycero‐3‐phosphoethanolamine (DOPE), and 1,2‐distearoyl‐sn‐glycero‐3‐phosphoethanolamine‐polyethylene glycol (DSPE‐PEG) during lipidoid nanoparticle formulation. Using an optimized lipidoid formulation, Cas9 mRNA and single guide RNA (sgRNA) targeting neuron restrictive silencing factor (NRSF) are delivered to hMSCs, leading to successful neural‐like differentiation as demonstrated by the expression of synaptophysin (SYP), brain‐derived neurotrophic factor (BDNF), neuron‐specific enolase (NSE), and neuron‐specific growth‐associated protein (SCG10). Overall, a synthetic lipid formulation that can efficiently deliver mRNA to hMSCs is identified, leading to CRISPR‐based gene knockdown to facilitate hMSCs transdifferentiation into neural‐like lineage.

Invasive fungal infections are well-known causes of morbidity and mortality in immunocompromised patients. Amphotericin B (AmB) is a polyene fungicidal agent with excellent properties of the broad antifungal spectrum, high activity, and relatively rare drug resistance. However, significant toxicities limit the clinical application of AmB and its conventional formulation AmB deoxycholate (Fungizone). Here we investigated nanoparticle formulations of AmB using synthetic biodegradable lipidoids and evaluated their stability, in vitro antifungal efficacy, and in vivo toxicity and pharmacokinetics. We found that the AmB formulated using a mixture of quaternized lipidoid (Q78-O14B) and DSPE-PEG2000 has the size around 70-100 nm and is stable during storage. The formulation showed no hemotoxicity to red blood cells (RBCs) in vitro. It also possesses the highest antifungal activity (in vitro) and lowest toxicity (both in vitro and in vivo). These metrics are significantly superior to the commercial antifungal product Fungizone. Meanwhile, AmB/Q78-O14B-P exhibited prolonged blood circulation in comparison to Fungizone in vivo. In AmB/Q78-O14B-P formulation, AmB was still detectable in the liver, spleen, and lung tissues with a concentration above the minimum inhibitory concentrations 72 h after low-dose intravenous injection. Based on these results, AmB in lipidoid nanoparticle formulation may produce sustained antifungal activity against blood-borne and systemic organ infections. Moreover, the new AmB formulation showed low nephrotoxicity and hepatotoxicity in rats even at high doses, allowing a dramatically wider and safer therapeutic window than Fungizone. This method provides a means to develop much needed antifungal agents that will be more therapeutically efficacious, more affordable (than AmBisome), and less toxic (than Fungizone) for the treatment of systemic fungal infections.