The biological activity of scaffolds used in tissue engineering applications hypothetically depends on the density of available ligands, scaffold sites at which specific cell binding occurs. Ligand density is characterized by the composition of the scaffold, which defines the surface density of ligands, and by the specific surface area of the scaffold, which defines the total surface of the structure exposed to the cells. It has been previously shown that collagen–glycosaminoglycan (CG) scaffolds used for studies of skin regeneration were inactive when the mean pore size was either lower than 20 μm or higher than 120 μm (Proc. Natl. Acad. Sci., USA 86(3) (1989) 933). To study the relationship between cell attachment and viability in scaffolds and the scaffold structure, CG scaffolds with a constant composition and solid volume fraction (0.005), but with four different pore sizes corresponding to four levels of specific surface area were manufactured using a lyophilization technique. MC3T3-E1 mouse clonal osteogenic cells were seeded onto the four scaffold types and maintained in culture. At the experimental end point (24 or 48 h), the remaining viable cells were counted to determine the percent cell attachment. A significant difference in viable cell attachment was observed in scaffolds with different mean pore sizes after 24 and 48 h; however, there was no significant change in cell attachment between 24 and 48 h for any group. The fraction of viable cells attached to the CG scaffold decreased with increasing mean pore size, increasing linearly (R2=0.95, 0.91 at 24 and 48 h, respectively) with the specific surface area of the scaffold. The strong correlation between the scaffold specific surface area and cell attachment indicates that cell attachment and viability are primarily influenced by scaffold specific surface area over this range (95.9–150.5 μm) of pore sizes for MC3T3 cells.

A bilayer artificial skin composed of a temporary Silastic epidermis and a porous collagcn-chondroitin 6-sulfate fibrillar dermis, which is not removed, has been used to physiologically close up to 60% of the body surface following prompt excision of burn wounds in ten patients whose total burn size covered 50–95% body surface area (BSA). Following grafting, the dermal portion is populated with fibroblasts and vessels from the wound bed. The anatomic structure of the artificial dermis resembles normal dermis and serves as a template for the synthesis of new connective tissue and the formation of a “neodermis,” while it is slowly biodegraded. This artificial skin has physiologically closed excised burn wounds for periods of time up to 46 days before the Silastic epidermis was removed. At the time of election when donor sites are ready for reharvesting, the Silastic epidermis is removed from the vascularized artificial dermis and replaced with 0.004 auto-epidermal graft in sheet or meshed form. Clinical and histologic experience in a relatively short follow-up period (2–16 months) indicates that “neodermis” retains some of the anatomic characteristics and behavior of normal dermis, thus promising improvement in the functional and cosmetic results, as well as providing physiologic function as a skin substitute. The artificial skin is easily sterilized and stored at room temperature, capable of large scale production, and immediately available for grafting, indicating its potential for easy and relatively economic use in the burn patient

Regeneration of the dermis does not occur spontaneously in the adult mammal. The epidermis is regenerated spontaneously provided there is a dermal substrate over which it can migrate. Certain highly porous, crosslinked collagen-glycosaminoglycan copolymers have induced partial morphogenesis of skin when seeded with dermal and epidermal cells and then grafted on standard, full-thickness skin wounds in the adult guinea pig. A mature epidermis and a nearly physiological dermis, which lacked hair follicles but was demonstrably different from scar, were regenerated over areas as large as 16 cm2. These chemical analogs of extracellular matrices were morphogenetically active provided that the average pore diameter ranged between 20 and 125 microns, the resistance to degradation by collagenase exceeded a critical limit, and the density of autologous dermal and epidermal cells inoculated therein was greater than 5 x 10(4) cells per cm2 of wound area. Unseeded copolymers with physical structures that were within these limits delayed the onset of wound contraction by about 10 days but did not eventually prevent it. Seeded copolymers not only delayed contraction but eventually arrested and reversed it while new skin was being regenerated. The data identify a model extracellular matrix that acts as if it were an insoluble growth factor with narrowly specified physiochemical structure, functioning as a transient basal lamina during morphogenesis of skin.

Prompt and long-term closure of full-thickness skin wounds in guinea pigs and humans is achieved by applying a bilayer polymeric membrane. The membrane comprises a top layer of a silicone elastomer and a bottom layer of a porous cross-linked network of collagen and glycosaminoglycan. The bottom layer can be seeded with a small number of autologous basal cells before grafting. No immunosuppression is used and infection, exudation, and rejection are absent. Host tissue utilizes the sterile membrane as a culture medium to synthesize neoepidermal and neodermal tissue. A functional extension of skin over the entire wound area is formed in about 4 weeks.

Abstract Detailed methodology is described for the reproducible preparation of collagen‐glycosaminoglycan (GAG) membranes with known chemical composition. These membranes have been used to cover satisfactorily large experimental full‐thickness skin wounds in guinea pigs over the past few years. Such membranes have effectively protected these wounds from infection and fluid loss for over 25 days without rejection and without requiring change or other invasive manipulation. When appropriately designed for the purpose, the membranes have also strongly retarded wound contraction and have become replaced by newly synthesized, stable connective tissue. In our work, purified, fully native collagen from two mammalian sources is precipitated from acid dispersion by addition of chondroitin 6‐sulfate. The relative amount of GAG in the coprecipitate varies with the amount of GAG added and with the pH. Since coprecipitated GAG is generally eluted from collagen fibers by physiological fluids, control of the chemical composition of membranes is arrived at by crosslinking the collagen‐GAG ionic complex with glutaraldehyde, or, alternately, by use of high‐temperature vacuum dehydration. Appropriate use of the crosslinking treatment allows separate study of changes in membrane composition due to elution of GAG by extracellular fluid in animal studies from changes in composition due to enzymatic degradation of the grafted or implanted membrane in these studies. Exhaustive in vitro elution studies extending up to 20 days showed that these crosslinking treatments insolubilize in an apparently permanent manner a fraction of the ionically complexed GAG, although it could not be directly confirmed that glutaraldehyde treatment covalently crosslinks GAG to collagen. By contrast, the available evidence suggests strongly that high‐temperature vacuum dehydration leads to formation of chemical bonds between collagen and GAG. Procedures are described for control of insolubilized and “free” GAG in these membranes as well as for control of the molecular weight between crosslinks ( M c ). The insolubilized GAG can be controlled in the range 0.5–10 wt. % while “free” GAG can be independently controlled up to at least 25 wt. %; M c can be controlled in the range 2500–40,000. Studies by infrared spectroscopy have shown that treatment of collagen‐GAG membranes by glutaraldehyde or under high‐temperature vacuum does not alter the configuration of the collagen triple helix in the membranes. Neither do these treatments modify the native banding pattern of collagen as viewed by electron microscopy. Collagen‐GAG membranes appear to be useful as chemically well‐characterized, solid macromolecular probes of biomaterial‐tissue interactions.

A major goal of tissue engineering is to synthesize or regenerate tissues and organs. Today, this is done by providing a synthetic porous scaffold, or matrix, which mimics the body's own extracellular matrix, onto which cells attach, multiply, migrate and function. Porous scaffolds are currently being developed for regeneration of skin, cartilage, bone, nerve and liver. The microstructures of many porous scaffolds ressemble that of an engineering foam. In this paper, we describe the microstructural requirements for porous scaffolds, review several processes for making them and show typical microstructures. Clinical studies have found that a collagen-based scaffold for skin regeneration reduces wound contraction during the healing process, reducing scar formation. The process of wound contraction is not well understood. Here, we describe the measurement of contraction of collagen-based scaffolds by fibroblasts in vitro using a cell force monitor.

This study directly compared the behaviour of chondrocytes in porous matrices comprising different collagen types and different pore diameters. There was a dramatic difference in the morphology of the cells in the type I and type II collagen matrices. The cells in the type II collagen matrix retained their chondrocytic morphology and synthesized glycosaminoglycans, while in the type I matrix the chondrocytes displayed a fibroblastic morphology with less biosynthetic activity than those in the type II. Small pore diameter affected morphology initially in the type I matrices and showed a higher increase of DNA content, but with time the cells lost the chondrocytic morphology. Our results demonstrate the marked influence of collagen type and pore characteristics on the phenotypic expression of seeded chondrocytes.

Journal of Biomedical Materials ResearchVolume 14, Issue 3 p. 339-339 ErratumFree Access Design of an artificial skin. I. Basic design principles I. V. Yannas, I. V. Yannas Fibers and Polymers Laboratories, Department of Mechanical Engineering, Massachusetts Institute of Technology, Cambridge, Massachusetts 02139 and Shriners Burns Institute, Harvard Medical School, Boston, Massachusetts 02114Search for more papers by this authorJohn F. Burke, John F. Burke Fibers and Polymers Laboratories, Department of Mechanical Engineering, Massachusetts Institute of Technology, Cambridge, Massachusetts 02139 and Shriners Burns Institute, Harvard Medical School, Boston, Massachusetts 02114Search for more papers by this author I. V. Yannas, I. V. Yannas Fibers and Polymers Laboratories, Department of Mechanical Engineering, Massachusetts Institute of Technology, Cambridge, Massachusetts 02139 and Shriners Burns Institute, Harvard Medical School, Boston, Massachusetts 02114Search for more papers by this authorJohn F. Burke, John F. Burke Fibers and Polymers Laboratories, Department of Mechanical Engineering, Massachusetts Institute of Technology, Cambridge, Massachusetts 02139 and Shriners Burns Institute, Harvard Medical School, Boston, Massachusetts 02114Search for more papers by this author First published: May 1980 https://doi.org/10.1002/jbm.820140314Citations: 3AboutPDF ToolsRequest permissionExport citationAdd to favoritesTrack citation ShareShare Give accessShare full text accessShare full-text accessPlease review our Terms and Conditions of Use and check box below to share full-text version of article.I have read and accept the Wiley Online Library Terms and Conditions of UseShareable LinkUse the link below to share a full-text version of this article with your friends and colleagues. Learn more.Copy URL No abstract is available for this article.Citing Literature Volume14, Issue3May 1980Pages 339-339 RelatedInformation

Abstract Several methods are compared for preparing collagen‐glycosaminoglycan (GAG) membranes of high or low porosity. Collagen‐GAG membranes have been used to cover satisfactorily large experimental full‐thickness skin wounds in guinea pigs over the past few years. Methods studies as means for controlling pore size are confined to purely physical processes which do not require use of additives or chemical reagents to form the porous membrane. We find that membranes, initially swollen in distilled water or saline, shrink linearly to no less than 94% of original dimension after freeze drying; to 75% after critical point drying (from CO 2 , following water‐ethanol exchange); and to 41% of original dimension following air drying from the swollen state. Scanning electron microscopic study of the pore structure resulting from each drying procedure confirms our major conclusion: A carefully designed freeze drying process, two variants of which are described in detail, yields membranes with the highest mean pore size, as measured by quantitative stereological procedures. Critical point drying gave significantly more shrinkage and a lower mean pore size than either one of the two freeze drying procedures used.

Abstract

 Cell migration plays a critical role in a wide variety of physiological and pathological phenomena as well as in scaffold-based tissue engineering. Cell migration behavior is known to be governed by biochemical stimuli and cellular interactions. Biophysical processes associated with interactions between the cell and its surrounding extracellular matrix may also play a significant role in regulating migration. Although biophysical properties of two-dimensional substrates have been shown to significantly influence cell migration, elucidating factors governing migration in a three-dimensional environment is a relatively new avenue of research. Here, we investigate the effect of the three-dimensional microstructure, specifically the pore size and Young's modulus, of collagen-glycosaminoglycan scaffolds on the migratory behavior of individual mouse fibroblasts. We observe that the fibroblast migration, characterized by motile fraction as well as locomotion speed, decreases as scaffold pore size increases across a range from 90 to 150μm. Directly testing the effects of varying strut Young's modulus on cell motility showed a biphasic relationship between cell speed and strut modulus and also indicated that mechanical factors were not responsible for the observed effect of scaffold pore size on cell motility. Instead, in-depth analysis of cell locomotion paths revealed that the distribution of junction points between scaffold struts strongly modulates motility. Strut junction interactions affect local directional persistence as well as cell speed at and away from the junctions, providing a new biophysical mechanism for the governance of cell motility by the extracellular microstructure.