Jeffrey Weiser and his colleagues provide a mechanism for a beneficial effect from commensal bacteria that colonize the gut. They show that peptidoglycan from gut microbiota traverses the gut mucosa and boosts the systemic innate immune response by priming neutrophils in the bone marrow. Such priming requires the recognition of peptidoglycan by the intracellular receptor Nod-1 ( pages 160–161 ). Humans are colonized by a large and diverse bacterial flora (the microbiota) essential for the development of the gut immune system1,2,3. A broader role for the microbiota as a major modulator of systemic immunity has been proposed4,5; however, evidence and a mechanism for this role have remained elusive. We show that the microbiota are a source of peptidoglycan that systemically primes the innate immune system, enhancing killing by bone marrow–derived neutrophils of two major pathogens: Streptococcus pneumoniae and Staphylococcus aureus. This requires signaling via the pattern recognition receptor nucleotide-binding, oligomerization domain–containing protein-1 (Nod1, which recognizes meso-diaminopimelic acid (mesoDAP)-containing peptidoglycan found predominantly in Gram-negative bacteria), but not Nod2 (which detects peptidoglycan found in Gram-positive and Gram-negative bacteria) or Toll-like receptor 4 (Tlr4, which recognizes lipopolysaccharide)6,7. We show translocation of peptidoglycan from the gut to neutrophils in the bone marrow and show that peptidoglycan concentrations in sera correlate with neutrophil function. In vivo administration of Nod1 ligands is sufficient to restore neutrophil function after microbiota depletion. Nod1−/− mice are more susceptible than wild-type mice to early pneumococcal sepsis, demonstrating a role for Nod1 in priming innate defenses facilitating a rapid response to infection. These data establish a mechanism for systemic immunomodulation by the microbiota and highlight potential adverse consequences of microbiota disruption by broad-spectrum antibiotics on innate immune defense to infection.

Microbial colonization of mucosal surfaces may be an initial event in the progression to disease, and it is often a transient process. For the extracellular pathogen Streptococcus pneumoniae studied in a mouse model, nasopharyngeal carriage is eliminated over a period of weeks and requires cellular rather than humoral immunity. Here, we demonstrate that primary infection led to TLR2-dependent recruitment of monocyte/macrophages into the upper airway lumen, where they engulfed pneumococci. Pharmacologic depletion of luminal monocyte/macrophages by intranasal instillation of liposomal clodronate diminished pneumococcal clearance. Efficient clearance of colonization required TLR2 signaling to generate a population of pneumococcal-specific IL-17–expressing CD4+ T cells. Depletion of either IL-17A or CD4+ T cells was sufficient to block the recruitment of monocyte/macrophages that allowed for effective late pneumococcal clearance. In contrast with naive mice, previously colonized mice showed enhanced early clearance that correlated with a more robust influx of luminal neutrophils. As for primary colonization, these cellular responses required Th17 immunity. Our findings demonstrate that monocyte/macrophages and neutrophils recruited to the mucosal surface are key effectors in clearing primary and secondary bacterial colonization, respectively.

The microbiota promotes resistance to respiratory infection, but the mechanistic basis for this is poorly defined. Here, we identify members of the microbiota that protect against respiratory infection by the major human pathogens Streptococcus pneumoniae and Klebsiella pneumoniae. We show that the microbiota enhances respiratory defenses via granulocyte-macrophage colony-stimulating factor (GM-CSF) signaling, which stimulates pathogen killing and clearance by alveolar macrophages through extracellular signal-regulated kinase signaling. Increased pulmonary GM-CSF production in response to infection is primed by the microbiota through interleukin-17A. By combining models of commensal colonization in antibiotic-treated and germ-free mice, using cultured commensals from the Actinobacteria, Bacteroidetes, Firmicutes, and Proteobacteria phyla, we found that potent Nod-like receptor-stimulating bacteria in the upper airway (Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis) and intestinal microbiota (Lactobacillus reuteri, Enterococcus faecalis, Lactobacillus crispatus and Clostridium orbiscindens) promote resistance to lung infection through Nod2 and GM-CSF. Our data reveal the identity, location, and properties of bacteria within the microbiota that regulate lung immunity, and delineate the host signaling axis they activate to protect against respiratory infection.

Colistin is an antibiotic of last resort, but has poor efficacy and resistance is a growing problem. Whilst it is well established that colistin disrupts the bacterial outer membrane (OM) by selectively targeting lipopolysaccharide (LPS), it was unclear how this led to bacterial killing. We discovered that MCR-1 mediated colistin resistance in Escherichia coli is due to modified LPS at the cytoplasmic rather than OM. In doing so, we also demonstrated that colistin exerts bactericidal activity by targeting LPS in the cytoplasmic membrane (CM). We then exploited this information to devise a new therapeutic approach. Using the LPS transport inhibitor murepavadin, we were able to cause LPS accumulation in the CM of Pseudomonas aeruginosa , which resulted in increased susceptibility to colistin in vitro and improved treatment efficacy in vivo. These findings reveal new insight into the mechanism by which colistin kills bacteria, providing the foundations for novel approaches to enhance therapeutic outcomes.

Objective Faecal microbiota transplant (FMT) effectively treats recurrent Clostridioides difficile infection (rCDI), but its mechanisms of action remain poorly defined. Certain bile acids affect C. difficile germination or vegetative growth. We hypothesised that loss of gut microbiota-derived bile salt hydrolases (BSHs) predisposes to CDI by perturbing gut bile metabolism, and that BSH restitution is a key mediator of FMT’s efficacy in treating the condition. Design Using stool collected from patients and donors pre-FMT/post-FMT for rCDI, we performed 16S rRNA gene sequencing, ultra performance liquid chromatography mass spectrometry (UPLC-MS) bile acid profiling, BSH activity measurement, and qPCR of bsh / bai CD genes involved in bile metabolism. Human data were validated in C. difficile batch cultures and a C57BL/6 mouse model of rCDI. Results From metataxonomics, pre-FMT stool demonstrated a reduced proportion of BSH-producing bacterial species compared with donors/post-FMT. Pre-FMT stool was enriched in taurocholic acid (TCA, a potent C. difficile germinant); TCA levels negatively correlated with key bacterial genera containing BSH-producing organisms. Post-FMT samples demonstrated recovered BSH activity and bsh / bai CD gene copy number compared with pretreatment (p<0.05). In batch cultures, supernatant from engineered bsh -expressing E. coli and naturally BSH-producing organisms ( Bacteroides ovatus, Collinsella aerofaciens, Bacteroides vulgatus and Blautia obeum ) reduced TCA-mediated C. difficile germination relative to culture supernatant of wild-type (BSH-negative) E. coli. C. difficile total viable counts were ~70% reduced in an rCDI mouse model after administration of E. coli expressing highly active BSH relative to mice administered BSH-negative E. coli (p<0.05). Conclusion Restoration of gut BSH functionality contributes to the efficacy of FMT in treating rCDI.

Abstract Staphylococcus aureus is a leading cause of nosocomial implant-associated infections, causing significant morbidity and mortality, underscoring the need for rapid, non-invasive, and cost-effective diagnostics. Here, we optimise the synthesis of renal-clearable gold nanoclusters (AuNCs) for enhanced catalytic activity with the aim of developing a sensitive colourimetric diagnostic for bacterial infection. All-atom molecular dynamics (MD) simulations confirm the stability of glutathione-coated AuNCs and surface access for peroxidase-like activity in complex physiological environments. We subsequently develop a biosensor by encapsulating these optimised AuNCs in bacterial toxin-responsive liposomes, which is extensively studied by various single-particle techniques. Upon exposure to S. aureus toxins, the liposomes rupture, releasing AuNCs that generate a colourimetric signal after kidney-mimetic filtration. The biosensor is further validated in vitro and in vivo using a hyaluronic acid (HA) hydrogel implant infection model. Urine samples collected from mice with bacteria-infected HA hydrogel implants turn blue upon substrate addition, confirming the suitability of the sensor for non-invasive detection of implant-associated infections. This platform has significant potential as a versatile, cost-effective diagnostic tool.

Abstract The repair of DNA damage is essential for bacterial viability and contributes to adaptation via increased rates of mutation and recombination. However, the mechanisms by which DNA is damaged and repaired during infection are poorly understood. Using a panel of transposon mutants, we identified the rexBA operon as important for the survival of Staphylococcus aureus in whole human blood. Mutants lacking rexB were also attenuated for virulence in murine models of both systemic and skin infections. We then demonstrated that RexAB is a member of the AddAB family of helicase/nuclease complexes responsible for initiating the repair of DNA double strand breaks. Using a fluorescent reporter system, we were able to show that neutrophils cause staphylococcal DNA double strand breaks via the oxidative burst, which are repaired by RexAB, leading to induction of the mutagenic SOS response. We found that RexAB homologues in Enterococcus faecalis and Streptococcus gordonii also promoted survival of these pathogens in human blood, suggesting that DNA double strand break repair is required for Gram-positive bacteria to survive in host tissues. Together, these data demonstrate that DNA is a target of host immune cells, leading to double-strand breaks, and that repair of this damage by an AddAB-family enzyme enables the survival of Gram-positive pathogens during infection.

Nanopore sequencers enable selective sequencing of single molecules in real time by individually reversing the voltage across specific nanopores. Thus DNA molecules can be rejected and replaced with new molecules enabling targeted sequencing to enrich, deplete or achieve specific coverage in a set of reads to address a biological question. We previously demonstrated this method worked using dynamic time warping mapping signal to reference, but required significant compute and did not scale to gigabase references. Using direct base calling with GPU we can now scale to gigabase references. We enrich for specific chromosomes mapping against the human genome and we develop pipelines enriching low abundance organisms from mixed populations without prior knowledge of sample composition. Finally, we enrich panels including 25,600 exon targets from 10,000 human genes and 717 genes implicated in cancer. Using this approach we identify PML-RARA fusions in the NB4 cell line in under 15 hours sequencing. These methods can be used to efficiently screen any target panel of genes without specialised sample preparation using a single computer and suitably powerful GPU.