The cytokine interleukin-21 (IL-21) is closely related to IL-2 and IL-15, and their receptors all share the common cytokine receptor gamma chain, gammac, which is mutated in humans with X-linked severe combined immunodeficiency disease (XSCID). We demonstrate that, although mice deficient in the receptor for IL-21 (IL-21R) have normal lymphoid development, after immunization, these animals have higher production of the immunoglobulin IgE, but lower IgG1, than wild-type animals. Mice lacking both IL-4 and IL-21R exhibited a significantly more pronounced phenotype, with dysgammaglobulinemia, characterized primarily by a severely impaired IgG response. Thus, IL-21 has a significant influence on the regulation of B cell function in vivo and cooperates with IL-4. This suggests that these gammac-dependent cytokines may be those whose inactivation is primarily responsible for the B cell defect in humans with XSCID.

Mitochondrial calcium has been postulated to regulate a wide range of processes from bioenergetics to cell death. Here, we characterize a mouse model that lacks expression of the recently discovered mitochondrial calcium uniporter (MCU). Mitochondria derived from MCU−/− mice have no apparent capacity to rapidly uptake calcium. Whereas basal metabolism seems unaffected, the skeletal muscle of MCU−/− mice exhibited alterations in the phosphorylation and activity of pyruvate dehydrogenase. In addition, MCU−/− mice exhibited marked impairment in their ability to perform strenuous work. We further show that mitochondria from MCU−/− mice lacked evidence for calcium-induced permeability transition pore (PTP) opening. The lack of PTP opening does not seem to protect MCU−/− cells and tissues from cell death, although MCU−/− hearts fail to respond to the PTP inhibitor cyclosporin A. Taken together, these results clarify how acute alterations in mitochondrial matrix calcium can regulate mammalian physiology. Until the recent discovery of the mitochondrial calcium uniporter (MCU), the effect of increases in mitochondrial calcium levels could not be tested in vivo. Finkel and colleagues have knocked out the gene coding for MCU in adult mice, and show that MCU is required for transport of calcium into the mitochondria. They also show that, in its absence, the function of skeletal muscle is altered; however, surprisingly, no effects are observed on the sensitivity to cell-death-inducing agents.

Alterations in mitophagy have been increasingly linked to aging and age-related diseases. There are, however, no convenient methods to analyze mitophagy in vivo. Here, we describe a transgenic mouse model in which we expressed a mitochondrial-targeted form of the fluorescent reporter Keima (mt-Keima). Keima is a coral-derived protein that exhibits both pH-dependent excitation and resistance to lysosomal proteases. Comparison of a wide range of primary cells and tissues generated from the mt-Keima mouse revealed significant variations in basal mitophagy. In addition, we have employed the mt-Keima mice to analyze how mitophagy is altered by conditions including diet, oxygen availability, Huntingtin transgene expression, the absence of macroautophagy (ATG5 or ATG7 expression), an increase in mitochondrial mutational load, the presence of metastatic tumors, and normal aging. The ability to assess mitophagy under a host of varying environmental and genetic perturbations suggests that the mt-Keima mouse should be a valuable resource.

Chromatin modifications have been implicated in the self-renewal and differentiation of embryonic stem cells (ESCs). However, the function of histone variant H2A.Z in ESCs remains unclear. We show that H2A.Z is highly enriched at promoters and enhancers and is required for both efficient self-renewal and differentiation of murine ESCs. H2A.Z deposition leads to an abnormal nucleosome structure, decreased nucleosome occupancy, and increased chromatin accessibility. In self-renewing ESCs, knockdown of H2A.Z compromises OCT4 binding to its target genes and leads to decreased binding of MLL complexes to active genes and of PRC2 complex to repressed genes. During differentiation of ESCs, inhibition of H2A.Z also compromises RA-induced RARα binding, activation of differentiation markers, and the repression of pluripotency genes. We propose that H2A.Z mediates such contrasting activities by acting as a general facilitator that generates access for a variety of complexes, both activating and repressive.

Abstract Although CRISPR/Cas9 genome editing has provided numerous opportunities to interrogate the functional significance of any given genomic site, there is a paucity of data on the extent of molecular scars inflicted on the mouse genome. Here we interrogate the molecular consequences of CRISPR/Cas9-mediated deletions at 17 sites in four loci of the mouse genome. We sequence targeted sites in 632 founder mice and analyse 54 established lines. While the median deletion size using single sgRNAs is 9 bp, we also obtain large deletions of up to 600 bp. Furthermore, we show unreported asymmetric deletions and large insertions of middle repetitive sequences. Simultaneous targeting of distant loci results in the removal of the intervening sequences. Reliable deletion of juxtaposed sites is only achieved through two-step targeting. Our findings also demonstrate that an extended analysis of F1 genotypes is required to obtain conclusive information on the exact molecular consequences of targeting events.

Abstract H3K4me1 methyltransferases MLL3 (KMT2C) and MLL4 (KMT2D) are critical for enhancer activation, cell differentiation and development. However, roles of MLL3/4 enzymatic activities and MLL3/4-mediated enhancer H3K4me1 in these processes remain unclear. Here, we report that constitutive elimination of both MLL3 and MLL4 enzymatic activities leads to gastrulation failure and early embryonic lethality in mice. However, selective elimination of MLL3/4 enzymatic activities in embryonic, but not extraembryonic, lineages leaves gastrulation largely intact. Consistently, embryonic stem cells (ESCs) lacking MLL3/4 enzymatic activities can differentiate towards the three embryonic germ layers but show aberrant differentiation to extraembryonic endoderm and trophectoderm. The failure in extraembryonic endoderm differentiation can be attributed to markedly reduced enhancer-binding of the lineage-determining transcription factor GATA6. Furthermore, we show that MLL3/4-catalyzed H3K4me1 is largely dispensable for enhancer activation during ESC differentiation. Together, our findings suggest a lineage-selective, but enhancer activation-independent, role of MLL3/4 methyltransferase activities in early embryonic development and embryonic stem cell differentiation.

Transmembrane protein 65 (TMEM65) depletion in a patient carrying a homozygous variant in the Tmem65 splice site resulted in severe mitochondrial encephalomyopathy, indicating the clinical importance of TMEM65. However, the function of TMEM65 remains unknown. Here, we generated a TMEM65 reporter mouse as well as whole-body and tissue-specific Tmem65 knockout (KO) mice to investigate the localization and function of TMEM65. We show that TMEM65 is localized to mitochondria in heart, skeletal muscle, and throughout the brain. Both whole-body and nervous system-specific Tmem65 KO result in severe growth retardation and sudden death following seizures ~3 weeks after birth, indicating TMEM65 is indispensable for normal brain function. In addition, we find that skeletal muscle-specific Tmem65 KO leads to progressive, adult-onset myopathy preceded by elevated mitochondrial calcium levels despite unaltered expression of known mitochondrial or cellular calcium handling proteins. Consistently, we demonstrate that ablation of TMEM65 results in a loss of sodium-dependent mitochondrial calcium export. Finally, we show that blocking mitochondrial calcium entry through removal of the mitochondrial calcium uniporter (MCU) rescues the early lethality of whole-body TMEM65 ablation. Our data not only reveal the essential role of TMEM65 in mammalian physiology, but also suggest modulating mitochondrial calcium may offer a potential therapeutical approach to address defects associated with TMEM65 misexpression.

Transcription enhancers are genomic sequences regulating common and tissue-specific genes and their disruption can contribute to human disease development and progression.

Summary The IL-2 receptor α-chain (IL-2Rα/CD25) is constitutively expressed on DN2/DN3 thymocytes and Treg cells but induced by IL-2 on mature T and NK cells. Il2ra expression is regulated by a super-enhancer extensively bound by STAT5 in mature T cells. Here, we demonstrate that STAT5 cooperates with Notch to induce/maintain Il2ra/ CD25 expression in DN2/DN3 cells. Moreover, we systematically investigated CD25 regulation using a series of mice with deletions spanning STAT5 binding elements. Deleting the upstream super-enhancer region mainly affected constitutive CD25 expression on DN2/DN3 thymocytes and Tregs, whereas deleting an intronic region primarily decreased IL-2-induced CD25 on peripheral T and NK cells. Thus, distinct elements preferentially control constitutive versus inducible expression in a cell-type-specific manner, with the MED1 coactivator co-localizing with specific STAT5 binding sites. Moreover, the intronic region was a dominant element whose deletion altered the structure throughout the super-enhancer in mature T cells. These results demonstrate differential functions for distinct super-enhancer elements, thereby indicating ways to manipulate CD25 expression in a cell-type specific fashion.

ABSTRACT Deaminase base editing has emerged as a tool to install or correct point mutations in the genomes of living cells in a wide range of organisms and its ultimate success therapeutically depends on its accuracy. Here we have investigated the fidelity of cytosine base editor 4 (BE4) and adenine base editor (ABE) in mouse embryos using unbiased whole genome sequencing of a family-based trio cohort. We demonstrate that BE4-edited mice carry an excess of single-nucleotide variants and deletions compared to ABE-edited mice and controls.