CCR5 is the major coreceptor for human immunodeficiency virus (HIV). We investigated whether site-specific modification of the gene (“gene editing”) — in this case, the infusion of autologous CD4 T cells in which the CCR5 gene was rendered permanently dysfunctional by a zinc-finger nuclease (ZFN) — is safe.

The incorporation of histone H3 variants has been implicated in the epigenetic memory of cellular state. Using genome editing with zinc-finger nucleases to tag endogenous H3.3, we report genome-wide profiles of H3 variants in mammalian embryonic stem cells and neuronal precursor cells. Genome-wide patterns of H3.3 are dependent on amino acid sequence and change with cellular differentiation at developmentally regulated loci. The H3.3 chaperone Hira is required for H3.3 enrichment at active and repressed genes. Strikingly, Hira is not essential for localization of H3.3 at telomeres and many transcription factor binding sites. Immunoaffinity purification and mass spectrometry reveal that the proteins Atrx and Daxx associate with H3.3 in a Hira-independent manner. Atrx is required for Hira-independent localization of H3.3 at telomeres and for the repression of telomeric RNA. Our data demonstrate that multiple and distinct factors are responsible for H3.3 localization at specific genomic locations in mammalian cells.

Homozygosity for the naturally occurring Δ32 deletion in the HIV co-receptor CCR5 confers resistance to HIV-1 infection. We generated an HIV-resistant genotype de novo using engineered zinc-finger nucleases (ZFNs) to disrupt endogenous CCR5. Transient expression of CCR5 ZFNs permanently and specifically disrupted ∼50% of CCR5 alleles in a pool of primary human CD4+ T cells. Genetic disruption of CCR5 provided robust, stable and heritable protection against HIV-1 infection in vitro and in vivo in a NOG model of HIV infection. HIV-1-infected mice engrafted with ZFN-modified CD4+ T cells had lower viral loads and higher CD4+ T-cell counts than mice engrafted with wild-type CD4+ T cells, consistent with the potential to reconstitute immune function in individuals with HIV/AIDS by maintenance of an HIV-resistant CD4+ T-cell population. Thus adoptive transfer of ex vivo expanded CCR5 ZFN–modified autologous CD4+ T cells in HIV patients is an attractive approach for the treatment of HIV-1 infection.

Holt et al. describe an anti-HIV strategy in which human hematopoietic stem/progenitor cells are modified with zinc-finger nucleases to knock out the viral co-receptor CCR5. Transplantation of these cells into mice confers resistance to HIV, as shown by higher human T-cell counts and lower viral loads compared with animals that received unmodified cells. CCR5 is the major HIV-1 co-receptor, and individuals homozygous for a 32-bp deletion in CCR5 are resistant to infection by CCR5-tropic HIV-1. Using engineered zinc-finger nucleases (ZFNs), we disrupted CCR5 in human CD34+ hematopoietic stem/progenitor cells (HSPCs) at a mean frequency of 17% of the total alleles in a population. This procedure produces both mono- and bi-allelically disrupted cells. ZFN-treated HSPCs retained the ability to engraft NOD/SCID/IL2rγnull mice and gave rise to polyclonal multi-lineage progeny in which CCR5 was permanently disrupted. Control mice receiving untreated HSPCs and challenged with CCR5-tropic HIV-1 showed profound CD4+ T-cell loss. In contrast, mice transplanted with ZFN-modified HSPCs underwent rapid selection for CCR5−/− cells, had significantly lower HIV-1 levels and preserved human cells throughout their tissues. The demonstration that a minority of CCR5−/− HSPCs can populate an infected animal with HIV-1-resistant, CCR5−/− progeny supports the use of ZFN-modified autologous hematopoietic stem cells as a clinical approach to treating HIV-1.

Before human induced pluripotent stem (iPS) cells can be used to treat genetically inherited human disease, it will be necessary to develop methods of correcting disease-causing mutations that are compatible with clinical applications, combining efficiency with efficacy and leaving no residual sequences in the targeted genome. Yusa et al. present a proof-of-principle experiment demonstrating the complete genetic correction of a disease-causing mutation in patient-specific iPS cells. They use zinc finger nucleases and piggyBac technology to correction a point mutation in the α1-antitrypsin gene, which is responsible for α1-antitrypsin deficiency (A1ATD). The corrected iPS cells could efficiently differentiate to form hepatocyte-like cells and engraft into an animal model for liver injury without tumour formation. Human induced pluripotent stem cells (iPSCs) represent a unique opportunity for regenerative medicine because they offer the prospect of generating unlimited quantities of cells for autologous transplantation, with potential application in treatments for a broad range of disorders1,2,3,4. However, the use of human iPSCs in the context of genetically inherited human disease will require the correction of disease-causing mutations in a manner that is fully compatible with clinical applications3,5. The methods currently available, such as homologous recombination, lack the necessary efficiency and also leave residual sequences in the targeted genome6. Therefore, the development of new approaches to edit the mammalian genome is a prerequisite to delivering the clinical promise of human iPSCs. Here we show that a combination of zinc finger nucleases (ZFNs)7 and piggyBac8,9 technology in human iPSCs can achieve biallelic correction of a point mutation (Glu342Lys) in the α1-antitrypsin (A1AT, also known as SERPINA1) gene that is responsible for α1-antitrypsin deficiency. Genetic correction of human iPSCs restored the structure and function of A1AT in subsequently derived liver cells in vitro and in vivo. This approach is significantly more efficient than any other gene-targeting technology that is currently available and crucially prevents contamination of the host genome with residual non-human sequences. Our results provide the first proof of principle, to our knowledge, for the potential of combining human iPSCs with genetic correction to generate clinically relevant cells for autologous cell-based therapies.

Direct editing of disease-causing mutations has obvious attractions for the treatment of genetic disorders if the many practical obstacles to the technique can be overcome. One promising line of research centres on the development of zinc finger nucleases (ZFNs) produced by fusing an engineered zinc finger DNA-binding domain to an endonuclease. These artificial enzymes induce efficient gene correction in cultured cells. Li et al. now report that zinc finger nucleases induce double-strand breaks in specifically selected locations on the genome and stimulate genome editing at a clinically meaningful level in vivo. In a proof-of-principle experiment, ZFNs delivered to the liver in a mouse model of haemophilia B achieved a level of gene replacement that was sufficient to correct the clotting defect, and the effect persisted following liver regeneration. Editing of the human genome to correct disease-causing mutations is a promising approach for the treatment of genetic disorders. Genome editing improves on simple gene-replacement strategies by effecting in situ correction of a mutant gene, thus restoring normal gene function under the control of endogenous regulatory elements and reducing risks associated with random insertion into the genome. Gene-specific targeting has historically been limited to mouse embryonic stem cells. The development of zinc finger nucleases (ZFNs) has permitted efficient genome editing in transformed and primary cells that were previously thought to be intractable to such genetic manipulation1. In vitro, ZFNs have been shown to promote efficient genome editing via homology-directed repair by inducing a site-specific double-strand break (DSB) at a target locus2,3,4, but it is unclear whether ZFNs can induce DSBs and stimulate genome editing at a clinically meaningful level in vivo. Here we show that ZFNs are able to induce DSBs efficiently when delivered directly to mouse liver and that, when co-delivered with an appropriately designed gene-targeting vector, they can stimulate gene replacement through both homology-directed and homology-independent targeted gene insertion at the ZFN-specified locus. The level of gene targeting achieved was sufficient to correct the prolonged clotting times in a mouse model of haemophilia B, and remained persistent after induced liver regeneration. Thus, ZFN-driven gene correction can be achieved in vivo, raising the possibility of genome editing as a viable strategy for the treatment of genetic disease.