Extracellular vesicles (EVs) are specialised endogenous carriers of proteins and nucleic acids and are involved in intercellular communication. EVs are therefore proposed as candidate drug delivery systems for the delivery of nucleic acids and other macromolecules. However, the preparation of EV-based drug delivery systems is hampered by the lack of techniques to load the vesicles with nucleic acids. In this work we have now characterised in detail the use of an electroporation method for this purpose. When EVs were electroporated with fluorescently labelled siRNA, siRNA retention was comparable with previously published results (20–25% based on fluorescence spectroscopy and fluorescence fluctuation spectroscopy), and electroporation with unlabelled siRNA resulted in significant siRNA retention in the EV pellet as measured by RT-PCR. Remarkably, when siRNA was electroporated in the absence of EVs, a similar or even greater siRNA retention was measured. Nanoparticle tracking analysis and confocal microscopy showed extensive formation of insoluble siRNA aggregates after electroporation, which could be dramatically reduced by addition of EDTA. Other strategies to reduce aggregate formation, including the use of cuvettes with conductive polymer electrodes and the use of an acidic citrate electroporation buffer, resulted in a more efficient reduction of siRNA precipitation than EDTA. However, under these conditions, siRNA retention was below 0.05% and no significant differences in siRNA retention could be measured between samples electroporated in the presence or absence of EVs. Our results show that electroporation of EVs with siRNA is accompanied by extensive siRNA aggregate formation, which may cause overestimation of the amount of siRNA actually loaded into EVs. Moreover, our data clearly illustrate that electroporation is far less efficient than previously described, and highlight the necessity for alternative methods to prepare siRNA-loaded EVs.

Extracellular vesicles (EVs) are increasingly being recognized as candidate drug delivery systems due to their ability to functionally transfer biological cargo between cells. However, the therapeutic applicability of EVs may be limited due to a lack of cell-targeting specificity and rapid clearance of exogenous EVs from the circulation. In order to improve EV characteristics for drug delivery to tumor cells, we have developed a novel method for decorating EVs with targeting ligands conjugated to polyethylene glycol (PEG). Nanobodies specific for the epidermal growth factor receptor (EGFR) were conjugated to phospholipid (DMPE)-PEG derivatives to prepare nanobody-PEG-micelles. When micelles were mixed with EVs derived from Neuro2A cells or platelets, a temperature-dependent transfer of nanobody-PEG-lipids to the EV membranes was observed, indicative of a ‘post-insertion’ mechanism. This process did not affect EV morphology, size distribution, or protein composition. After introduction of PEG-conjugated control nanobodies to EVs, cellular binding was compromised due to the shielding properties of PEG. However, specific binding to EGFR-overexpressing tumor cells was dramatically increased when EGFR-specific nanobodies were employed. Moreover, whereas unmodified EVs were rapidly cleared from the circulation within 10 min after intravenous injection in mice, EVs modified with nanobody-PEG-lipids were still detectable in plasma for longer than 60 min post-injection. In conclusion, we propose post-insertion as a novel technique to confer targeting capacity to isolated EVs, circumventing the requirement to modify EV-secreting cells. Importantly, insertion of ligand-conjugated PEG-derivatized phospholipids in EV membranes equips EVs with improved cell specificity and prolonged circulation times, potentially increasing EV accumulation in targeted tissues and improving cargo delivery.

Background Extracellular vesicles (EVs) are attractive candidate drug delivery systems due to their ability to functionally transport biological cargo to recipient cells. However, the apparent lack of target cell specificity of exogenously administered EVs limits their therapeutic applicability. In this study, we propose a novel method to equip EVs with targeting properties, in order to improve their interaction with tumour cells. Methods EV producing cells were transfected with vectors encoding for anti‐epidermal growth factor receptor (EGFR) nanobodies, which served as targeting ligands for tumour cells, fused to glycosylphosphatidylinositol (GPI) anchor signal peptides derived from decay‐accelerating factor (DAF). EVs were isolated using ultrafiltration/size‐exclusion liquid chromatography and characterized using western blotting, Nanoparticle Tracking Analysis, and electron microscopy. EV–tumour cell interactions were analyzed under static conditions using flow cytometry and under flow conditions using a live‐cell fluorescence microscopy‐coupled perfusion system. Results V analysis showed that GPI‐linked nanobodies were successfully displayed on EV surfaces and were highly enriched in EVs compared with parent cells. Display of GPI‐linked nanobodies on EVs did not alter general EV characteristics (i.e. morphology, size distribution and protein marker expression), but greatly improved EV binding to tumour cells dependent on EGFR density under static conditions. Moreover, nanobody‐displaying EVs showed a significantly improved cell association to EGFR‐expressing tumour cells under flow conditions. Conclusions We show that nanobodies can be anchored on the surface of EVs via GPI, which alters their cell targeting behaviour. Furthermore, this study highlights GPI‐anchoring as a new tool in the EV toolbox, which may be applied for EV display of a variety of proteins, such as antibodies, reporter proteins and signaling molecules.

Extracellular vesicles are nanoparticles produced by cells. They are composed of cellular membrane with associated membrane proteins that surrounds an aqueous core containing soluble molecules such as proteins and nucleic acids, like miRNA and mRNA. They are important in many physiological and pathological processes as they can transfer biological molecules from producer cells to acceptor cells. Preparation of the niche for cancer metastasis, stimulation of tissue regeneration and orchestration of the immune response are examples of the diverse processes in which extracellular vesicles have been implicated. As a result, these vesicles have formed a source of inspiration for many scientific fields. They could be used, for example, as liquid biopsies in diagnostics, as therapeutics in regenerative medicine, or as drug delivery vehicles for transport of medicines. In this Account, we focus on drug delivery applications. As we learn more and more about these vesicles, the complexity increases. What originally appeared to be a relatively uniform population of cellular vesicles is increasingly subdivided into different subsets. Cells make various distinct vesicle types whose physicochemical aspects and composition is influenced by parental cell type, cellular activation state, local microenvironment, biogenesis pathway, and intracellular cargo sorting routes. It has proven difficult to assess the effects of changes in production protocol on the characteristics of the cell-derived vesicle population. On top of that, each isolation method for vesicles necessarily enriches certain vesicle classes and subpopulations while depleting others. Also, each method is associated with a varying degree of vesicle purity and concomitant coisolation of nonvesicular material. What emerges is a staggering heterogeneity. This constitutes one of the main challenges of the field as small changes in production and isolation protocols may have large impact on the vesicle characteristics and on subsequent vesicle activity. We try to meet this challenge by careful experimental design and development of tools that enable robust readouts. By engineering the surface and cargo of extracellular vesicles through chemical and biological techniques, favorable characteristics can be enforced while unfavorable qualities can be overruled or masked. This is coupled to the precise evaluation of the interaction of extracellular vesicles with cells to determine the extracellular vesicle uptake routes and intracellular routing. Sensitive reporter assays enable reproducible analysis of functional delivery. This systematic evaluation and optimization of extracellular vesicles improves our insight into the critical determinants of extracellular vesicle activity and should improve translation into clinical application of engineered extracellular vesicles as a new class of drug delivery systems.

Abstract CRISPR-Cas9 gene editing technology offers the potential to permanently repair genes containing pathological mutations. However, efficient intracellular delivery of the Cas9 ribonucleoprotein complex remains one of the major hurdles in its therapeutic application. Extracellular vesicles (EVs) are biological nanosized membrane vesicles released by cells, that play an important role in intercellular communication. Due to their innate capability of intercellular transfer of proteins, RNA, and various other biological cargos, EVs have emerged as a novel promising strategy for the delivery of macromolecular biotherapeutics, including CRISPR-Cas9 ribonucleoproteins. Here, we present a versatile, modular strategy for the loading and delivery of Cas9. We leverage the high affinity binding of MS2 coat proteins (MCPs) fused to EV-enriched proteins to MS2 aptamers incorporated into single guide RNAs (sgRNAs), in combination with a UV-activated photocleavable linker domain, PhoCl. Combined with the Vesicular stomatitis virus G (VSV-G) protein this modular platform enables efficient loading and subsequent delivery of the Cas9 ribonucleoprotein complex, which shows critical dependence on the incorporation and activation of the photocleavable linker domain. As this approach does not require any direct fusion of Cas9 to EV-enriched proteins, we demonstrate that Cas9 can readily be exchanged for other variants, including transcriptional activator dCas9-VPR and adenine base editor ABE8e, as confirmed by various sensitive fluorescent reporter assays. Taken together, we describe a robust and modular strategy for successful Cas9 delivery, which can be applied for CRISPR-Cas9-based genetic engineering as well as transcriptional regulation, underlining the potential of EV-mediated strategies for the treatment of genetic diseases.

Intercellular communication via extracellular vesicles (EVs) has been identified as a vital component of a steadily expanding number of physiological and pathological processes. To accommodate these roles, EVs are equipped with specific proteins, lipids, and RNA molecules by EV-secreting cells. Consequently, EVs have highly heterogeneous molecular compositions. Given that surface molecules on EVs determine their interactions with their environment, it is conceivable that EV functionality differs between subpopulations with varying surface compositions. However, it has been technically challenging to examine such functional heterogeneity due to a lack of non-destructive methods to separate EV subpopulations based on their surface markers. Here, we used Design-of-Experiments methodology to rapidly optimize a protocol, which we name 9EV-Elute9, to elute intact EVs from commercially available Protein G-coated magnetic beads. We captured EVs from various cell types on these beads using antibodies against CD9, CD63, CD81 and a custom-made protein binding phosphatidylserine (PS). When applying EV-Elute, over 70% of bound EVs could be recovered from the beads in a pH- and incubation time-dependent fashion. EV subpopulations were found to be devoid of co-isolated protein contaminants observed in whole EV isolates and showed intact morphology by electron microscopy. Proteinase K protection assays showed a mild and reversible decrease of EV membrane integrity during elution. Depending on the type of capturing antibody used, some antibodies remained EV-associated after elution. EV subpopulations showed uptake patterns similar to whole EV isolates in co-cultures of peripheral blood mononuclear cells and endothelial cells. However, in Cas9/sgRNA delivery assays, CD63+ EVs showed a lower capacity to functionally deliver cargo as compared to CD9+, CD81+ and PS+ EVs. Taken together, we developed a novel, easy-to-use platform to isolate and functionally compare surface marker-defined EV subpopulations. Importantly, this platform does not require specialized equipment or reagents and is universally applicable to any capturing antibody and EV source. Hence, EV-Elute can open new opportunities to study EV functionality at the subpopulation level.