Cereal grasses of the Triticeae tribe have been the major food source in temperate regions since the dawn of agriculture. Their large genomes are characterized by a high content of repetitive elements and large pericentromeric regions that are virtually devoid of meiotic recombination. Here we present a high-quality reference genome assembly for barley (Hordeum vulgare L.). We use chromosome conformation capture mapping to derive the linear order of sequences across the pericentromeric space and to investigate the spatial organization of chromatin in the nucleus at megabase resolution. The composition of genes and repetitive elements differs between distal and proximal regions. Gene family analyses reveal lineage-specific duplications of genes involved in the transport of nutrients to developing seeds and the mobilization of carbohydrates in grains. We demonstrate the importance of the barley reference sequence for breeding by inspecting the genomic partitioning of sequence variation in modern elite germplasm, highlighting regions vulnerable to genetic erosion. The International Barley Genome Sequencing Consortium reports sequencing and assembly of a reference genome for barley, Hordeum vulgare. Triticeae grasses, which include barley, wheat and rye, are widely cultivated plants with particularly complex genomes and evolutionary histories. Sequencing of the barley genome has been particularly challenging owing to its large size and particular genomic features, such as an abundance of repetitive elements. Nils Stein and colleagues of the International Barley Genome Sequencing Consortium report sequencing and assembly of a reference genome for barley (Hordeumvulgare L). They use a combined approach of hierarchical shotgun sequencing of bacterial artificial chromosomes, genome mapping on nanochannel arrays and chromosome-scale scaffolding with Hi-C sequencing. This brings the first comprehensive, completely ordered assembly of the pericentromeric regions of a Triticeae genome. The authors also sequenced and examined genetic diversity in the exomes of 96 European elite barley lines with a spring or winter growth habit, and highlight the utility of this resource for cereal genomics and breeding programs.

The decrease in sequencing cost and increased sophistication of assembly algorithms for short-read platforms has resulted in a sharp increase in the number of species with genome assemblies. However, these assemblies are highly fragmented, with many gaps, ambiguities, and errors, impeding downstream applications. We demonstrate current state of the art for de novo assembly using the domestic goat (Capra hircus) based on long reads for contig formation, short reads for consensus validation, and scaffolding by optical and chromatin interaction mapping. These combined technologies produced what is, to our knowledge, the most continuous de novo mammalian assembly to date, with chromosome-length scaffolds and only 649 gaps. Our assembly represents a ∼400-fold improvement in continuity due to properly assembled gaps, compared to the previously published C. hircus assembly, and better resolves repetitive structures longer than 1 kb, representing the largest repeat family and immune gene complex yet produced for an individual of a ruminant species.

Female Aedes aegypti mosquitoes infect more than 400 million people each year with dangerous viral pathogens including dengue, yellow fever, Zika and chikungunya. Progress in understanding the biology of mosquitoes and developing the tools to fight them has been slowed by the lack of a high-quality genome assembly. Here we combine diverse technologies to produce the markedly improved, fully re-annotated AaegL5 genome assembly, and demonstrate how it accelerates mosquito science. We anchored physical and cytogenetic maps, doubled the number of known chemosensory ionotropic receptors that guide mosquitoes to human hosts and egg-laying sites, provided further insight into the size and composition of the sex-determining M locus, and revealed copy-number variation among glutathione S-transferase genes that are important for insecticide resistance. Using high-resolution quantitative trait locus and population genomic analyses, we mapped new candidates for dengue vector competence and insecticide resistance. AaegL5 will catalyse new biological insights and intervention strategies to fight this deadly disease vector. An improved, fully re-annotated Aedes aegypti genome assembly (AaegL5) provides insights into the sex-determining M locus, chemosensory systems that help mosquitoes to hunt humans and loci involved in insecticide resistance and will help to generate intervention strategies to fight this deadly disease vector.

Female Aedes aegypti mosquitoes infect hundreds of millions of people each year with dangerous viral pathogens including dengue, yellow fever, Zika, and chikungunya. Progress in understanding the biology of this insect, and developing tools to fight it, has been slowed by the lack of a high-quality genome assembly. Here we combine diverse genome technologies to produce AaegL5, a dramatically improved and annotated assembly, and demonstrate how it accelerates mosquito science and control. We anchored the physical and cytogenetic maps, resolved the size and composition of the elusive sex-determining “M locus”, significantly increased the known members of the glutathione-S-transferase genes important for insecticide resistance, and doubled the number of chemosensory ionotropic receptors that guide mosquitoes to human hosts and egg-laying sites. Using high-resolution QTL and population genomic analyses, we mapped new candidates for dengue vector competence and insecticide resistance. We predict that AaegL5 will catalyse new biological insights and intervention strategies to fight this deadly arboviral vector.

The decrease in sequencing cost and increased sophistication of assembly algorithms for short-read platforms has resulted in a sharp increase in the number of species with genome assemblies. However, these assemblies are highly fragmented, with many gaps, ambiguities, and errors, impeding downstream applications. We demonstrate current state of the art for de novo assembly using the domestic goat (Capra hircus), based on long reads for contig formation, short reads for consensus validation, and scaffolding by optical and chromatin interaction mapping. These combined technologies produced the most contiguous de novo mammalian assembly to date, with chromosome-length scaffolds and only 663 gaps. Our assembly represents a >250-fold improvement in contiguity compared to the previously published C. hircus assembly, and better resolves repetitive structures longer than 1 kb, supporting the most complete repeat family and immune gene complex representation ever produced for a ruminant species.

The timing of DNA replication is largely regulated by the location and timing of replication origin firing. Therefore, much effort has been invested in identifying and analyzing human replication origins. However, the heterogeneous nature of eukaryotic replication kinetics and the low efficiency of individual origins in metazoans has made mapping the location and timing of replication initiation in human cells difficult. We have mapped early-firing origins in HeLa cells using Optical Replication Mapping, a high-throughput single-molecule approach based on Bionano Genomics genomic mapping technology. The single-molecule nature and 290-fold coverage of our dataset allowed us to identify origins that fire with as little as 1% efficiency. We find sites of human replication initiation in early S phase are not confined to well-defined efficient replication origins, but are instead distributed across broad initiation zones consisting of many inefficient origins. These early-firing initiation zones co-localize with initiation zones inferred from Okazaki-fragment-mapping analysis and are enriched in ORC1 binding sites. Although most early-firing origins fire in early-replication regions of the genome, a significant number fire in late-replicating regions, suggesting that the major difference between origins in early and late replicating regions is their probability of firing in early S-phase, as opposed to qualitative differences in their firing-time distributions. This observation is consistent with stochastic models of origin timing regulation, which explain the regulation of replication timing in yeast.

Bionano genome mapping is a robust optical mapping technology used for de novo construction of whole genomes using ultra-long DNA molecules, able to efficiently interrogate genomic structural variation. It is also used for functional analysis such as epigenetic analysis and DNA replication mapping and kinetics. Genomic labeling for genome mapping is currently specified by a single strand nicking restriction enzyme followed by fluorophore incorporation by nick-translation (NLRS), or by a direct label and stain (DLS) chemistry which conjugates a fluorophore directly to an enzyme-defined recognition site. Although these methods are efficient and produce high quality whole genome mapping data, they are limited by the number of available enzymes - and thus the number of recognition sequences - to choose from. The ability to label other sequences can provide higher definition in the data and may be used for countless additional applications. Previously, custom labeling was accomplished via the nick-translation approach using CRISPR-Cas9, leveraging Cas9 mutant D10A which has one of its cleavage sites deactivated, thus effectively converting the CRISPR-Cas9 complex into a nickase with customizable target sequences. Here we have improved upon this approach by using dCas9, a nuclease-deficient double knockout Cas9 with no cutting activity, to directly label DNA with a fluorescent CRISPR-dCas9 complex (CRISPR-bind). Unlike labeling with CRISPR-Cas9 D10A nickase, in which nicking, labeling, and repair by ligation, all occur as separate steps, the new assay has the advantage of labeling DNA in one step, since the CRISPR-dCas9 complex itself is fluorescent and remains bound during imaging. CRISPR-bind can be added directly to a sample that has already been labeled using DLS or NLRS, thus overlaying additional information onto the same molecules. Using the dCas9 protein assembled with custom target crRNA and fluorescently labeled tracrRNA, we demonstrate rapid labeling of repetitive DUF1220 elements. We also combine NLRS-based whole genome mapping with CRISPR-bind labeling targeting Alu loci. This rapid, convenient, non-damaging, and cost-effective technology is a valuable tool for custom labeling of any CRISPR-Cas9 amenable target sequence.