ABSTRACT Candida glabrata is an opportunistic pathogen that has developed the ability to adapt and thrive under azole treated conditions. The common mechanisms that can result in Candida drug resistance are due to mutations or overexpression of the drug efflux pump or the target of azole drugs, Cdr1 and Erg11, respectively. However, the role of epigenetic histone modifications in azole-induced gene expression and drug resistance are poorly understood in C. glabrata . In this study, we show for the first time that Set1 mediates histone H3K4 mono-, di-, and trimethylation in C. glabrata . In addition, loss of SET1 and histone H3K4 methylation results in increased susceptibility to azole drugs in both C. glabrata and S. cerevisiae . Intriguingly, this increase in susceptibility to azole drugs in strains lacking Set1-mediated histone H3K4 methylation is not due to altered transcript levels of CDR1 , PDR1 or Cdr1’s ability to efflux drugs. Genome-wide transcript analysis revealed that Set1 is necessary for azole-induced expression of 12 genes involved in the late biosynthesis of ergosterol including ERG11 and ERG3 . Importantly, chromatin immunoprecipitation analysis showed that histone H3K4 trimethylation was detected on chromatin of actively transcribed ERG genes. Furthermore, H3K4 trimethylation increased upon azole-induced gene expression which was also found to be dependent on the catalytic activity of Set1. Altogether, our findings show that Set1-mediated histone H3K4 methylation governs the intrinsic drug resistant status in C. glabrata via epigenetic control of azole-induced ERG gene expression. IMPORTANCE C. glabrata is the second most commonly isolated species from Candida infections, coming in second to C. albicans . Treatment of C. glabrata infections are difficult due to their natural resistance to antifungal azole drugs and their ability to adapt and become multidrug resistant. In this study, we investigated the contributing cellular factors for controlling drug resistance. We have determined that an epigenetic mechanism governs the expression of genes involved in the late ergosterol biosynthesis pathway, an essential pathway that antifungal drugs target. This epigenetic mechanism involves histone H3K4 methylation catalyzed by the Set1 methyltransferase complex (COMPASS). We also show that Set1-mediated histone H3K4 methylation is needed for expression of specific azole induced genes and azole drug resistance in C. glabrata . Identifying epigenetic mechanisms contributing to drug resistance and pathogenesis could provide alternative targets for treating patients with fungal infections.

ABSTRACT The World Health Organization recently published the first list of priority fungal pathogens highlighting multiple Candida species including C. glabrata , C. albicans , and C. auris . The use of CRISPR-Cas9 and auxotrophic C. glabrata and C. albicans strains have been instrumental in the study of these fungal pathogens. Dominant drug resistance cassettes are also critical for genetic manipulation and eliminate the concern of altered virulence when using auxotrophic strains. However, genetic manipulation has been mainly limited to the use of two drug resistance cassettes, NatMX and HphMX . Using an in vitro assembled CRISPR-Cas9 ribonucleoprotein (RNP)-based system and 130-150 bp homology regions for directed repair, we expand the drug resistance cassettes for Candida to include KanMX and BleMX , commonly used in S. cerevisiae . As a proof of principle, we demonstrated efficient deletion of ERG genes using KanMX and BleMX . We also showed the utility of the CRISPR-Cas9 RNP system for generating double deletions of genes in the ergosterol pathway and endogenous epitope tagging of ERG genes using an existing KanMX cassette. This indicates that CRISPR-Cas9 RNP can be used to repurpose the S. cerevisiae toolkit. Furthermore, we demonstrated that this method is effective at deleting ERG3 in C. auris using a codon optimized BleMX cassette and effective at deleting the epigenetic factor, SET1 , in C. albicans using a recyclable SAT1. Using this expanded toolkit, we discovered new insights into fungal biology and drug resistance. IMPORTANCE The increasing problem of drug resistance and emerging pathogens is an urgent global health problem that necessitates the development and expansion of tools for studying fungal drug resistance and pathogenesis. We have demonstrated the effectiveness of an expression-free CRISPR-Cas9 RNP-based approach employing 130-150 bp homology regions for directed repair. Our approach is robust and efficient for making gene deletions in C. glabrata , C. auris and C. albicans as well as epitope tagging in C. glabrata . Furthermore, we demonstrated that KanMX and BleMX drug resistance cassettes can be repurposed in C. glabrata and BleMX in C. auris . Overall, we have expanded the toolkit for genetic manipulation and discovery in fungal pathogens.

ABSTRACT Candida glabrata exhibits innate resistance to azole antifungal drugs but also has the propensity to rapidly develop clinical drug resistance. Azole drugs, which target Erg11, is one of the three major classes of antifungals used to treat Candida infections. Despite their widespread use, the mechanism controlling azole-induced ERG gene expression and drug resistance in C. glabrata has primarily revolved around Upc2 and/or Pdr1. In this study, we determined the function of two zinc cluster transcription factors, Zcf27 and Zcf4, as direct but distinct regulators of ERG genes. Our phylogenetic analysis revealed C. glabrata Zcf27 and Zcf4 as the closest homologs to Saccharomyces cerevisiae Hap1. Hap1 is a known zinc cluster transcription factor in S. cerevisiae in controlling ERG gene expression under aerobic and hypoxic conditions. Interestingly, when we deleted HAP1 or ZCF27 in either S. cerevisiae or C. glabrata, respectively, both deletion strains showed altered susceptibility to azole drugs, whereas the strain deleted for ZCF4 did not exhibit azole susceptibility. We also determined that the increased azole susceptibility in a zcf27Δ strain is attributed to decreased azole-induced expression of ERG genes, resulting in decreased levels of total ergosterol. Surprisingly, Zcf4 protein expression is barely detected under aerobic conditions but is specifically induced under hypoxic conditions. However, under hypoxic conditions, Zcf4 but not Zcf27 was directly required for the repression of ERG genes. This study provides the first demonstration that Zcf27 and Zcf4 have evolved to serve distinct roles allowing C. glabrata to adapt to specific host and environmental conditions. IMPORTANCE Invasive and drug-resistant fungal infections pose a significant public health concern. Candida glabrata , a human fungal pathogen, is often difficult to treat due to its intrinsic resistance to azole antifungal drugs and its capacity to develop clinical drug resistance. Therefore, understanding the pathways that facilitate fungal growth and environmental adaptation may lead to novel drug targets and/or more efficacious antifungal therapies. While the mechanisms of azole resistance in Candida species have been extensively studied, the roles of zinc cluster transcription factors, such as Zcf27 and Zcf4, in C. glabrata have remained largely unexplored until now. Our research shows that these factors play distinct yet crucial roles in regulating ergosterol homeostasis under azole drug treatment and oxygen-limiting growth conditions. These findings offer new insights into how this pathogen adapts to different environmental conditions and enhances our understanding of factors that alter drug susceptibility and/or resistance.