Sporadic Parkinson's disease (PD) is most likely caused by a combination of environmental exposures and genetic susceptibilities, although there are rare monogenic forms of the disease. Mitochondrial impairment at complex I, oxidative stress, α-synuclein aggregation, and dysfunctional protein degradation, have been implicated in PD pathogenesis, but how they are related to each other is unclear. To further evaluated PD pathogenesis here, we used in vivo and in vitro models of chronic low-grade complex I inhibition with the pesticide rotenone. Chronic rotenone exposure in vivo caused oxidative modification of DJ-1, accumulation of α-synuclein, and proteasomal impairment. Interestingly, the effects become more regionally restricted such that systemic complex I inhibition eventually results in highly selective degeneration of the nigrostriatal pathway. DJ-1 modifications, α-synuclein accumulation, and proteasomal dysfunction were also seen in vitro and these effects could be prevented with α-tocopherol. Thus, chronic exposure to a pesticide and mitochondrial toxin brings into play three systems, DJ-1, α-synuclein, and the ubiquitin–proteasome system, and implies that mitochondrial dysfunction and oxidative stress link environmental and genetic forms of the disease.

Abstract Ionizable lipid nanoparticles (LNPs) have been pivotal in combating COVID-19, and numerous preclinical and clinical studies have highlighted their potential in nucleic acid-based therapies and vaccines. However, the effectiveness of endosomal escape for the nucleic acid cargos encapsulated in LNPs is still low, leading to suboptimal treatment outcomes and side effects. Hence, improving endosomal escape is crucial for enhancing the efficacy of nucleic acid delivery using LNPs. Here, a mechanical oscillation (frequency: 65 Hz) is utilized to prompt the LNP-mediated endosomal escape. The results reveal this mechanical oscillation can induce the combination and fusion between LNPs with opposite surface charges, enhance endosomal escape of mRNA by 14%, and increase the transfection efficiency of mRNA up to 1.67 times in the current study. Additionally, cell viability remains high at 99.3% after treatment with oscillation, which is comparable to that of untreated cells. Furthermore, there is no obvious damage to other membranous organelles. Thus, this work presents a user-friendly and safe approach to enhancing endosomal escape of mRNA and boosting gene expression. As a result, our work can be potentially utilized in both research and clinical fields to facilitate LNP-based delivery by enabling more effective release of LNP-encapsulated cargos from endosomes.

Abstract Polymorphing hydrogels can morph into another structure on demand with reprogrammable features. This concept extends the degree of morphing beyond that of traditional shape‐morphing hydrogels, which predetermine their morphing capabilities at the fabrication stage. However, current polymorphing hydrogels face limitations due to the need for complex, non‐sustained responsiveness or additional chemical steps for reconfigurable morphing. Here, photo‐reactive DNA‐cross‐linked polymorphing hydrogels are presented that enable polymorphing under patterned light. The photo‐reactive DNA cross‐links act as a regulator in changing the shapes of the hydrogels by adjusting the lengths of the cross‐links depending on the wavelength of light, which allows precise and dynamic morphing in a programmable way through a one‐pot reaction. The high programmability involving spatiotemporal controllability and reprogrammable features offers advanced solutions for multifunctional soft machines and applications requiring complex processes.

Recent synergistic advances in organ-on-chip and tissue engineering technologies offer opportunities to create in vitro -grown tissue or organ constructs that can faithfully recapitulate their in vivo counterparts. Such in vitro tissue or organ constructs can be utilized in multiple applications, including rapid drug screening, high-fidelity disease modeling, and precision medicine. Here, we report an imaging-guided bioreactor that allows in situ monitoring of the lumen of ex vivo airway tissues during controlled in vitro tissue manipulation and cultivation of isolated rat trachea. Using this platform, we demonstrated selective removal of the rat tracheal epithelium (i.e., de-epithelialization) without disrupting the underlying subepithelial cells and extracellular matrix. Through different tissue evaluation assays, such as immunofluorescent staining, DNA/protein quantification, and electron beam microscopy, we showed that the epithelium of the tracheal lumen can be effectively removed with negligible disruption in the underlying tissue layers, such as cartilage and blood vessel. Notably, using a custom-built micro-optical imaging device integrated with the bioreactor, the trachea lumen was visualized at the cellular level in real time, and removal of the endogenous epithelium and distribution of locally delivered exogenous cells were demonstrated in situ . Moreover, the de-epithelialized trachea supported on the bioreactor allowed attachment and growth of exogenous cells seeded topically on its denuded tissue surface. Collectively, the results suggest that our imaging-enabled rat trachea bioreactor and selective cell replacement method can facilitate creating of bioengineered in vitro airway tissue that can be used in different biomedical applications.