Abstract Systematic, genome-scale genetic screens have been instrumental for elucidating genotype-phenotype relationships, but approaches for probing genetic interactions have been limited to at most ∼100 pre-selected gene combinations in mammalian cells. Here, we introduce a theory for high-throughput genetic interaction screens. The theory extends our recently developed Multiplexing using Spectral Imaging and Combinatorics (MuSIC) approach to propose ∼10 5 spectrally unique, genetically-encoded MuSIC barcodes from 18 currently available fluorescent proteins. Simulation studies based on constraints imposed by spectral flow cytometry equipment suggest that genetic interaction screens at the human genome-scale may be possible if MuSIC barcodes can be paired to guide RNAs. While experimental testing of this theory awaits, it offers transformative potential for genetic perturbation technology and knowledge of genetic function. More broadly, the availability of a genome-scale spectral barcode library for non-destructive identification of single-cells could find more widespread applications such as traditional genetic screening and high-dimensional lineage tracing.

Abstract Predictive determinants of stochastic single-cell fates have been elusive, even for the well-studied mammalian cell cycle. What drives proliferation decisions of single cells at any given time? We monitored single-cell dynamics of the ERK and Akt pathways, critical cell cycle progression hubs and anti-cancer drug targets, and paired them to division events in the same single cells using the non-transformed MCF10A epithelial line. Following growth factor treatment, in cells that divide both ERK and Akt activities are significantly higher within the S-G2 time window (∼8.5-40 hours). Such differences were much smaller in the pre-S-phase, restriction point window which is traditionally associated with ERK and Akt activity dependence, suggesting unappreciated roles for ERK and Akt in S through G2. Machine learning algorithms show that simple metrics of central tendency in this time window are most predictive for subsequent cell division; median ERK and Akt activities classify individual division events with an AUC=0.76. Surprisingly, ERK dynamics alone predict division in individual cells with an AUC=0.74, suggesting Akt activity dynamics contribute little to the decision driving cell division in this context. We also find that ERK and Akt activities are less correlated with each other in cells that divide. Network reconstruction experiments demonstrated that this correlation behavior was likely not due to crosstalk, as ERK and Akt do not interact in this context, in contrast to other transformed cell types. Overall, our findings support roles for ERK and Akt activity throughout the cell cycle as opposed to just before the restriction point, and suggest ERK activity dynamics are substantially more important than Akt activity dynamics for driving cell division in this non-transformed context. Single cell imaging along with machine learning algorithms provide a better basis to understand cell cycle progression on the single cell level.

While full-spectrum flow cytometry has increased antibody-based multiplexing, yet further increases remain potentially impactful. We recently proposed how fluorescence Multiplexing using Spectral Imaging and Combinatorics (MuSIC) could do so using tandem dyes and an oligo-based antibody labeling method. In this work, we found that such labeled antibodies had significantly lower signal intensity than conventionally-labeled antibodies in human cell experiments. To improve signal intensity, we tested moving the fluorophores from the original external (ext.) 5' or 3' end-labeled orientation to internal (int.) fluorophore modifications. Cell-free spectrophotometer measurements showed a ~6-fold signal intensity increase of the new int. configuration compared to the previous ext. configuration. Time-resolved fluorescence spectroscopy and fluorescence correlation spectroscopy showed that ~3-fold brightness difference is due to static quenching. Spectral flow cytometry experiments using peripheral blood mononuclear cells stained with anti-CD8 antibodies showed that int. MuSIC probe-labeled antibodies have signal intensity equal to or greater than conventionally-labeled antibodies with similar estimated proportion of CD8+ lymphocytes. The antibody labeling approach is general and can be broadly applied to many biological and diagnostic applications.