Islet transplantation offers the potential to improve glycemic control in a subgroup of patients with type 1 diabetes mellitus who are disabled by refractory hypoglycemia. We conducted an international, multicenter trial to explore the feasibility and reproducibility of islet transplantation with the use of a single common protocol (the Edmonton protocol).

The cytoarchitecture of human islets has been examined, focusing on cellular associations that provide the anatomical framework for paracrine interactions. By using confocal microscopy and multiple immunofluorescence, we found that, contrary to descriptions of prototypical islets in textbooks and in the literature, human islets did not show anatomical subdivisions. Insulin-immunoreactive β cells, glucagon-immunoreactive α cells, and somatostatin-containing δ cells were found scattered throughout the human islet. Human β cells were not clustered, and most (71%) showed associations with other endocrine cells, suggesting unique paracrine interactions in human islets. Human islets contained proportionally fewer β cells and more α cells than did mouse islets. In human islets, most β, α, and δ cells were aligned along blood vessels with no particular order or arrangement, indicating that islet microcirculation likely does not determine the order of paracrine interactions. We further investigated whether the unique human islet cytoarchitecture had functional implications. Applying imaging of cytoplasmic free Ca 2+ concentration, [Ca 2+ ] i , we found that β cell oscillatory activity was not coordinated throughout the human islet as it was in mouse islets. Furthermore, human islets responded with an increase in [Ca 2+ ] i when lowering the glucose concentration to 1 mM, which can be attributed to the large contribution of α cells to the islet composition. We conclude that the unique cellular arrangement of human islets has functional implications for islet cell function.

We describe an automated method for the isolation of human pancreatic islets. The procedure meets the following requirements: 1) minimal traumatic action on the islets, 2) continuous digestion in which the islets that are progressively liberated can be saved from further enzymatic action, 3) minimal human intervention in the digestion process, and 4) high yield and purity of the isolated islets. After purification on Ficoll gradients, an average of 164,600 islets/pancreas was obtained (2279 islets/g), with an average purity of 78.5% islets. The average volume and average insulin content of the final islet preparation were 348 mm3 and 93.4 U, respectively. The islets were morphologically intact with a normal degree of β-granulation and responded to glucose stimulation with a fivefold increase of insulin secretion over basal levels. The procedure is now being used for the initiation of the second phase of clinical trials on human islet transplants.

Mesenchymal stem cells (MSCs) residing in bone marrow (BM) are the progenitors for osteoblasts and for several other cell types. In humans, the age-related decrease in bone mass could reflect decreased osteoblasts secondary to an age-related loss of osteoprogenitors. To test this hypothesis, BM cells were isolated from vertebral bodies of thoracic and lumbar spine (T1-L5) from 41 donors (16 women and 25 men) of various ages (3-70 years old) after death from traumatic injury. Primary cultures were grown in alpha modified essential medium with fetal bovine serum for 13 days until adherent cells formed colonies (CFU-Fs). Colonies that stained positive for alkaline phosphatase activity (CFU-F/ALP+) were considered to have osteogenic potential. BM nucleated cells were plated (0.5, 1, 2.5, 5, or 10 x 106 cells/10-cm dish) and grown in dexamethasone (Dex), which promotes osteoblastic differentiation. The optimal plating efficiency using BM-derived cells from donors of various ages was 5 x 106 cells/10-cm dish. BM-derived cells were also grown in the absence of Dex at this plating density. At the optimal plating density, in the presence of Dex, the number of CFU-F/ALP+ present in the BM of the younger donors (3-36 years old) was 66.2 +/- 9.6 per 106 cells (mean +/- SEM), but only 14.7 +/- 2.6 per 106 cells in the older donors (41-70 years old). With longer-term culture (4-5 weeks) of these BM cells in medium containing 10 mM beta-glycerophosphate and 100 microg/ml ascorbic acid, the extracellular matrix mineralized, a result consistent with mature osteoblastic function. These results demonstrate that the number of MSCs with osteogenic potential (CFU-F/ALP+) decreases early during aging in humans and may be responsible for the age-related reduction in osteoblast number. Our results are particularly important in that the vertebrae are a site of high turnover osteoporosis and, possibly, the earliest site of bone loss in age-related osteoporosis.

HepatologyVolume 17, Issue 6 p. 1127-1152 Special ArticleFree Access Cell migration and chimerism after whole-organ transplantation: The basis of graft acceptance Thomas E. Starzl M.D., Ph.D., Corresponding Author Thomas E. Starzl M.D., Ph.D. Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Surgery, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Department of Surgery, 3601 Fifth Avenue, 5C Falk Clinic, University of Pittsburgh, Pittsburgh, PA, 15213===Search for more papers by this authorAnthony J. Demetris, Anthony J. Demetris Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Pathology, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Search for more papers by this authorMassimo Trucco, Massimo Trucco Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Pathology, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213 Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Pediatrics, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Search for more papers by this authorNoriko Murase, Noriko Murase Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Surgery, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Search for more papers by this authorCamillo Ricordi, Camillo Ricordi Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Surgery, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Search for more papers by this authorSuzanne Ildstad, Suzanne Ildstad Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Surgery, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Search for more papers by this authorHector Ramos, Hector Ramos Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Surgery, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Search for more papers by this authorSatoru Todo, Satoru Todo Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Surgery, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Search for more papers by this authorAndreas Tzakis, Andreas Tzakis Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Surgery, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Search for more papers by this authorJohn J. Fung, John J. Fung Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Surgery, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Search for more papers by this authorMichael Nalesnik, Michael Nalesnik Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Pathology, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Search for more papers by this authorAdriana Zeevi, Adriana Zeevi Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Pathology, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Search for more papers by this authorWilliam A. Rudert, William A. Rudert Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Pediatrics, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Search for more papers by this authorMirjana Kocova, Mirjana Kocova Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Pediatrics, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Search for more papers by this author Thomas E. Starzl M.D., Ph.D., Corresponding Author Thomas E. Starzl M.D., Ph.D. Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Surgery, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Department of Surgery, 3601 Fifth Avenue, 5C Falk Clinic, University of Pittsburgh, Pittsburgh, PA, 15213===Search for more papers by this authorAnthony J. Demetris, Anthony J. Demetris Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Pathology, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Search for more papers by this authorMassimo Trucco, Massimo Trucco Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Pathology, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213 Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Pediatrics, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Search for more papers by this authorNoriko Murase, Noriko Murase Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Surgery, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Search for more papers by this authorCamillo Ricordi, Camillo Ricordi Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Surgery, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Search for more papers by this authorSuzanne Ildstad, Suzanne Ildstad Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Surgery, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Search for more papers by this authorHector Ramos, Hector Ramos Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Surgery, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Search for more papers by this authorSatoru Todo, Satoru Todo Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Surgery, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Search for more papers by this authorAndreas Tzakis, Andreas Tzakis Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Surgery, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Search for more papers by this authorJohn J. Fung, John J. Fung Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Surgery, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Search for more papers by this authorMichael Nalesnik, Michael Nalesnik Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Pathology, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Search for more papers by this authorAdriana Zeevi, Adriana Zeevi Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Pathology, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Search for more papers by this authorWilliam A. Rudert, William A. Rudert Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Pediatrics, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Search for more papers by this authorMirjana Kocova, Mirjana Kocova Pittsburgh Transplant Institute and the Department of Pediatrics, University of Pittsburgh Health Science Center, Pittsburgh, Pennsylvania 15213Search for more papers by this author First published: June 1993 https://doi.org/10.1002/hep.1840170629Citations: 598AboutPDF ToolsRequest permissionExport citationAdd to favoritesTrack citation ShareShare Give accessShare full text accessShare full-text accessPlease review our Terms and Conditions of Use and check box below to share full-text version of article.I have read and accept the Wiley Online Library Terms and Conditions of UseShareable LinkUse the link below to share a full-text version of this article with your friends and colleagues. Learn more.Copy URL Share a linkShare onFacebookTwitterLinkedInRedditWechat References 1 Starzl TE. Experience in renal transplantation. Philadelphia: WB Saunders Co, 1964: 1– 383. 2 Starzl TE, Putnam CW. Experience in hepatic transplantation. Philadelphia: WB Saunders Co, 1969: 1– 553. 3 Murase N, Kim DG, Todo S, Cramer DV, Fung JJ, Starzl TE. Suppression of allograft rejection with FK 506 I: prolonged cardiac and liver survival in rats following short course therapy. Transplantation 1990; 50: 186– 189. 4 Murase N, Kim DG, Todo S, Cramer DV, Fung JJ, Starzl TE. FK 506 suppression of heart and liver allograft rejection II: the induction of graft acceptance in rat. Transplantation 1990; 50: 739– 744. 5 Starzl TE, Demetris AJ, Murase N, Ildstad S, Ricordi C, Trucco M. Cell migration, chimerism, and graft acceptance. Lancet 1992; 339: 1579– 1582. 6 Starzl TE. Cell migration and chimerism: a unifying concept in transplantation: with particular reference to HLA matching and tolerance induction. Transplant Proc 1993; 25: 8– 12. 7 Porter KA. Pathology of the orthotopic homograft and heterograft. In: TE Starzl, ed. Experience in hepatic transplantation. Philadelphia: WB Saunders Co. 1969: 464– 465. 8 Kashiwagi N, Porter KA, Penn I, Brettschneider L, Starzl TE. Studies of homograft sex and of gamma globulin phenotypes after orthotopic homotransplantation of the human liver. Surg Forum 1969; 20: 374– 376. 9 Starzl TE. Candidacy. In: Experience in hepatic transplantation. Philadelphia: WB Saunders Co, 1969: 3– 15. 10 Starzl TE. The little drummer girls. In: The puzzle people: memoirs of a transplant surgeon. Pittsburgh: University of Pittsburgh Press, 1992: 318– 333. 11 Starzl TE, Demetris AJ, Van Thiel DH. I. Medical progress: liver transplantation. N Engl J Med 1989; 321: 1014– 1022. 12 Murase N, Demetris AJ, Matsuzaki T, Yagihasi A, Todo S, Fung J, Starzl TE. Long survival in rats after multivisceral versus isolated small bowel allotransplantation under FK 506. Surgery 1991; 110: 87– 98. 13 Iwaki Y, Starzl TE, Yagihashi A, Taniwaki S, Abu-Elmagd K, Tzakis A, Fung J, et al. Replacement of donor lymphoid tissue in human small bowel transplants under FK 506 immunosuppression. Lancet 1991; 337: 818– 819. 14 Starzl TE, Demetris AJ, Trucco M, Zeevi A, Ramos H, Terasaki P, Rudert WA, et al. Chimerism and donor specific nonreactivity 27 to 29 years after kidney allotransplantation. Transplantation 1993, in press. 15 Fung JJ, Zeevi A, Kaufman C, Paradis IL, Dauber JH, Hardesty RL, Griffith B, et al. Interactions between bronchoalveolar lymphocytes and macrophages in heart-lung transplant recipients. Hum Immunol 1985; 14: 287– 294. 16 Demetris AJ, Murase N, Starzl TE. Donor dendritic cells in grafts and host lymphoid and non-lymphoid tissues after liver and heart allotransplantation under short term immunosuppression. Lancet 1992; 339: 1610. 17 Valdivia LA, Demetris AJ, Langer AM, Celli S, Fung JJ, Starzl TE. Dendritic cell replacement in long-surviving liver and cardiac xenografts. Transplantation 1993, in press. 18 Murray JE, Merrill JP, Dammin GJ, Dealy JB Jr, Walter CW, Brooke MS, Wilson RE. Study of transplantation immunity after total body irradiation: clinical and experimental investigation. Surgery 1960; 48: 272– 284. 19 Murray JE, Merrill JP, Dammin GJ, Dealy JB Jr, Alexandre GW, Harrison JH. Kidney transplantation in modified recipients. Ann Surg 1962; 156: 337– 355. 20 Murray JE, Merrill JP, Harrison JH, Wilson RE, Dammin GJ. Prolonged survival of human-kidney homografts by immunosuppressive drug therapy. N Engl J Med 1963; 268: 1315– 1323. 21 Hamburger J, Vaysse J, Crosnier J, Auvert J, Lalanne CL, Hopper J Jr. Renal homotransplantation in man after radiation of the recipient. Am J Med 1962; 32: 854– 871. 22 Kuss R, Legrain M, Mathe G, Nedey R, Camey M. Homologous human kidney transplantation: experience with six patients. Postgrad Med J 1962; 38: 528– 531. 23 Marchioro TL, Axtell HK, LaVia MF, Waddell WR, Starzl TE. The role of adrenocortical steroids in reversing established homograft rejection. Surgery 1964; 55: 412– 417. 24 Starzl TE, Marchioro TL, Waddell WR. The reversal of rejection in human renal homografts with subsequent development of homograft tolerance. Surg Gynecol Obstet 1963; 117: 385– 395. 25 Starzl TE, Marchioro TL, Porter KA, Taylor PD, Faris TD, Herrmann TJ, Hlad CJ, et al. Factors determining short- and long-term survival after orthotopic liver homotransplantation in the dog. Surgery 1965; 58: 131– 155. 26 Murray JE, Sheil AGR, Moseley R, Knight R, McGavic Dickinson J, Dammin GJ. Analysis of mechanism of immunosuppressive drugs in renal homotransplantation. Ann Surg 1964; 160: 449– 473. 27 Starzl TE. Host-graft adaptation. In: Experience in renal transplantation. Philadelphia: WB Saunders Co, 1964: 164– 170. 28 Medawar PB. Transplantation of tissues and organs: introduction. Br Med Bull 1965; 21: 97– 99. 29 Eto M, Mayumi H, Nishimura Y, Maeda T, Yoshikai T, Nomoto K. Similarity and difference in the mechanisms of neonatally induced tolerance and cyclophosphamide-induced tolerance in mice. J Immunol 1991; 147: 2439– 2446. 30 Woodruff MFA, Woodruff HG. The transplantation of normal tissues: with special reference to auto- and homotransplants of thyroid and spleen in the anterior chamber of the eye, and subcutaneously, in guinea pigs. Philos Trans R Soc Lond [Biol] 1950; 234: 559– 581. 31 Woodruff MFA. Evidence of adaptation in homografts of normal tissue. In: PB Medawar, ed. Biological problems of grafting. Oxford: Blackwell Scientific Publications, 1959: 83– 94. 32 Wilson WEC, Kirkpatrick CH. Immunologic aspects of renal homotransplantation. In: TE Starzl, ed. Experience in renal transplantation. Philadelphia: WB Saunders Co, 1964: 239– 261. 33 Lawrence HS. The transfer of hypersensitivity of the delayed type in man. In: HS Lawrence, ed. Cellular and humoral aspects of the hypersensitive states. New York: Hoeber-Harper, 1959: 279. 34 Graver B. World transplant records-1991: kidney. In: PA Terasaki, JM Cecka, eds. Clinical transplants. Los Angeles: UCLA Press, 1991: 431. 35 Starzl TE, Demetris AJ, Trucco M, Ramos H, Zeevi A, Rudert WA, Kocova M, et al. Systemic chimerism in human female recipients of male livers. Lancet 1992; 340: 876– 77. 36 Starzl TE, Demetris AJ, Trucco M, Ricordi C, Ildstad S, Terasaki P, Murase N, et al. Chimerism after liver transplantation for type IV glycogen storage disease and type I Gaucher's disease. N Engl J Med 1993; 328: 745– 749. 37 Warburton PE, Greig GM, Haaf T, Willard HF. PCR amplification of chromosome-specific alpha satellite DNA: definition of centromeric STS markers and polymorphic analysis. Genomics 1991; 11: 324– 333. 38 Nakagome Y, Seki S, Fukutani K, Nagafuchi S, Nakahori Y, Tamura T. PCR detection of distal Yp sequences in an XX true hermaphrodite. Am J Med Genet 1991; 41: 112– 114. 39 Hsia S, Tong JY, Parris GL, Nghein DD, Cottington EM, Rudert WA, Trucco M. 1992 Molecular compatibility and renal graft survival: the HLA DRB1 genotyping. Transplantation 1993; 55: 395– 399. 40 Kashiwagi N. Special immunochemical studies. In: TE. Starzl Experience in hepatic transplantation. Philadelphia: WB Saunders Co, 1969: 394– 407. 41 Ramsey G, Nusbacher J, Starzl TE, Lindsay GD. Isohemagglutinins of graft origin after ABO-unmatched liver transplantation. N Engl J Med 1984; 311: 1167– 1170. 42 Davies HFFS, Pollard SG, Calne RY. Soluble HLA antigens in the circulation of liver graft recipients. Transplantation 1989; 47: 524– 527. 43 Russo C, Pellegrino MA, Ferrone S. A double-determinant immunoassay with monoclonal antibodies to the HLA-A, -B, -C complex. Transplant Proc 1983; 15: 66– 68. 44 Krangel MS. Secretion of HLA-A and -B antigens via an alternative RNA splicing pathway. J Exp Med 1986; 163: 1173– 1190. 45 Singh PB, Brown RE, Roser B. Class I transplantation antigens in solution in body fluids and in the urine. J Exp Med 1988; 168: 195– 211. 46 Murase N, Demetris AJ, Woo J, Furuya T, Nalesnik M, Tanabe M, Todo S, et al. Lymphocyte traffic and graft-versus-host disease after fully allogeneic small bowel transplantation. Transplant Proc 1991; 23: 3246– 3247. 47 Murase N, Demetris A, Woo J, Tanabe M, Furuya T, Todo S, Starzl TE. Graft versus host disease (GVHD) after BN to LEW compared to LEW to BN rat intestinal transplantation under FK 506. Transplantation 1993; 55: 1– 7. 48 Arnaud-Battandier F, Salmon H, Vaiman M, Revillon Y, Gallix P, Olivier M, Ricour C. Small intestinal allotransplantation in swine with cyclosporine treatment: studies of the intestinal lymphoid populations. Transplant Proc 1985; 17: 1440– 1441. 49 Grant D, Wall W, Mimeault R, Zhong R, Ghent C, Garcia B, Stiller- C, et al. Successful small-bowel/liver transplantation. Lancet 1990; 335: 181– 184. 50 Brown BI, Brown DH. Lack of an alpha-1,4-glucan:alpha-1,4-glucan 6-glycosyl transferase in a case of type IV glycogenosis. Proc Natl Acad Sci USA 1966; 56: 725– 729. 51 Anderson DH. Studies on glycogen disease with report of a case in which the glycogen was abnormal. In: VA Najjar, ed. Carbohydrate metabolism. Baltimore: Johns Hopkins Press, 1952: 28– 42. 52 Hers HG, Van Hoof F, DeBarsy T. Glycogen storage diseases. In: Scriver CR, Beaudet AL, Sly WS, Valle D, eds. The metabolic basis of inherited disease, 6th ed. 1989: 425– 453. 53 Servidei S, Riepe R, Langston C, Tani LY, Bricker JT, Crisp-Lindgren N, Travers H, et al. Severe cardiopathy in branching enzyme deficiency. J Pediatr 1987; 111: 51– 56. 54 McMaster KR, Powers JM, Hennigar GR Jr, Wohlbmann HJ, Farr OH Jr. Nervous system involvement in type IV glycogenosis. Arch Pathol Lab Med 1979; 103: 105– 111. 55 Zellweger H, Mueller S, Ionasescu V, Schochet SS, McCormick W. Glycogenosis IV: a new cause of infantile hypotonia. J Pediatr 1972; 80: 842– 844. 56 Selby R, Starzl TE, Yunis E, Brown BI, Kendall RS, Tzakis A. Liver transplantation for type IV glycogen storage disease. N Engl J Med 1991; 324: 39– 42. 57 Howell RR. Continuing lessons from glycogen storage diseases. N Engl J Med 1991; 324: 55– 56. 58 Brady RO, Kanfer JN, Bradley RM, Shapiro D. Demonstration of a deficiency of glucocerebroside-cleaving enzyme in Gaucher's disease. J Clin Invest 1966; 45: 1112– 1115. 59 Ricordi C, Ildstad ST, Demetris AJ, Abou Ei-Ezz AY, Murase N, Starzl TE. Donor dendritic cells repopulate ubiquitously in recipients following rat to mouse bone marrow transplantation. Lancet 1992; 339: 1610– 1611. 60 Parkman R. The application of bone marrow transplantation to the treatment of genetic diseases. Science 1986; 232: 1373– 1378. 61 DeCerf C, Bancel B, Caillon P, Adham M, Guibaud P, Spay G, Pouyet M. Orthotopic liver transplantation for type I Gaucher's disease. Transplantation 1992; 53: 1141– 1143. 62 Ferry GD, Whisennand HH, Finegold MJ, Alpert E, Globmicki A. Liver transplantation for cholesteryl ester storage disease. J Pediatr Gastroenterol Nutr 1991; 12: 376– 378. 63 Daloze P, Delvin EE, Glorieux JH. Replacement therapy for inherited enzyme deficiency: liver replacement in Niemann-Pick disease type A. Am J Med Genet 1977; 1: 229– 239. 64 Gartner JC Jr, Bergman I, Malatack JJ, Zitelli BJ, Jaffe R, Watkins JB, Shaw BW Jr, et al. Progression of neurovisceral storage disease with supranuclear ophthalmoplegia following orthotopic liver transplantation. J Pediatr 1986; 77: 104– 106. 65 Neufeld EF. Lessons from genetic disorders of lysosomes. In: JP Changeux, H Hanafusa, HF Deluca, E Neufeld, P Greengard, B Samuelsson, S Tonegawa, eds. The Harvey lectures. Series 75. New York: Academic Press, 1981: 41– 60. 66 Starzl TE, Bilheimer DW, Bahnson HT, Shaw BW Jr, Hardesty RL, Griffith BP, Iwatsuki S, et al. Heart-liver transplantation in a patient with familial hypercholesterolaemia. Lancet 1984; 1: 1382– 1383. 67 Bilheimer DW, Goldstein JL, Grundy SC, Starzl TE, Brown MS. Liver transplantation provides low density lipoprotein receptors and lowers plasma cholesterol in a child with homozygous familial hypercholesterolemia. N Engl J Med 1984; 311: 1658– 1664. 68 Jones EA, Summerfield SA. Kupffer cells. In: IM Arias, H Popper, D Schachter, DA Shafritz, eds. The liver: biology and pathobiology. New York: Raven Press, 1982: 507– 523. 69 Groth C, Collste H, Dreborg S, Hakansson G, Lundgren G, Svennerholm L. Attempts at enzyme replacement in Gaucher disease by renal transplantation. Acta Paediatr Scand 1979; 68: 475– 479. 70 Desnick RJ, Simmons RL, Allen KY, Woods JE, Anderson CF, Najarian JS, Krivit W. Correction of enzymatic deficiencies by renal transplantation: Fabry's disease. Surgery 1972; 72: 203– 211. 71 Starzl TE, Iwatsuki S, Van Thiel DH, Gartner JC, Zitelli BJ, Malatack JJ, Schade RR, et al. Evolution of liver transplantation. HEPATOLOGY 1982; 2: 614– 636. 72 Starzl TE. The puzzle people: memoirs of a transplant surgeon. Pittsburgh: University of Pittsburgh Press, 1992: 1– 353. 73 Graver B. World transplant records-1991: liver. In: PA Terasaki, JM Cecka, eds. Clinical transplants. Los Angeles: UCLA Press, 1991: 435. 74 Prop J, Kuijpers K, Petersen AH, Bartels HL, Nieuwenhuis P, Wildevuur CRH. Why are lung allografts more vigorously rejected than hearts? Heart Transplantation 1985; 4: 433– 436. 75 Westra AL, Prop J, Kuijpers KC, Wildevuur CRH. A paradox in heart and lung rejection. Transplantation 1990; 49: 826– 828. 76 Nemlander A, Soots A, Willebrand EV, Husberg B, Häyry P. Redistribution of renal allograft responding leukocytes during rejection. II. Kinetics and specificity. J Exp Med 1982; 156: 1087– 1100. 77 Snell GD. The homograft reaction. Ann Rev Microbiol 1957; 11: 439– 458. 78 Steinmuller D. Immunization with skin isografts taken from tolerant mice. Science 1967; 158: 127– 129. 79 Steinman RM, Cohn ZA. Identification of a novel cell type in peripheral lymphoid organs of mice. I. Morphology, quantitation, tissue distribution. J Exp Med 1973; 137: 1142– 1162. 80 Steinman RM, Cohn ZA. Identification of a novel cell type in peripheral lymphoid organs of mice. II. Functional properties in vitro. J Exp Med 1974; 139: 380– 397. 81 Steinman RM, Lustig DS, Cohn ZA. Identification of a novel cell in peripheral lymphoid organs of mice. III. Functional properties in vivo. J Exp Med 1974; 139: 1431– 1445. 82 Steinman RM. The dendritic cell system and its role in immunogenicity. Annu Rev Immunol 1991; 9: 271– 296. 83 Hart DNJ, Fabre JW. Demonstration and characterization of Ia-positive dendritic cells in the interstitial connective tissues of rat heart and other tissues, but not brain. J Exp Med 1981; 154: 347– 361. 84 Hart DNJ, McKenzie JL. Interstitial dendritic cells. Int Rev Immunol 1990; 6: 128– 149. 85 Hart DNJ, Winearls CG, Fabre JW. Graft adaptation: studies on possible mechanisms in long-term surviving rat renal allografts. Transplantation 1980; 30: 73– 80. 86 Batchelor JR, Welsh KI, Maynard A, Burgos H. Failure of long surviving, passively enhanced allografts to provoke T-dependent alloimmunity. I. Retransplantation of (AS X AUG) F1 kidneys into secondary AS recipients. J Exp Med 1979; 150: 455– 464. 87 Lechler RI, Batchelor JR. Restoration of immunogenicity to passenger cell-depleted kidney allografts by the addition of donor-strain dendritic cells. J Exp Med 1982; 155: 31. 88 Talmage DW, Dart G, Radovich J, Lafferty KJ. Activation of transplant immunity: effect of donor leukocytes on thyroid allograft rejection. Science 1976; 191: 385– 387. 89 Lafferty KJ, Bootes A, Dart G, Talmage DW. Effect of organ culture in the survival of thyroid allografts in mice. Transplantation 1976; 22: 138– 149. 90 Faustman D, Hauptfeld V, Lacy P, Davie J. Prolongation of murine islet allograft survival by pretreatment of islets with antibody directed to Ia determinants. Proc Natl Acad Sci USA 1981; 78: 5156– 5159. 91 Austyn JM, Steinman RM. The passenger leukocyte-a fresh look. Transplant Rev 1988; 2: 139– 176. 92 Armstrong HE, Bolton EM, McMillan I, Spencer SC, Bradley JA. Prolonged survival of actively enhanced rat renal allografts despite accelerated cellular infiltration and rapid induction of both class I and class II MHC antigens. J Exp Med 1987; 164: 891– 907. 93 Starzl TE, Marchioro TL, Porter KA, Iwasaki Y, Cerilli GJ. The use of heterologous antilymphoid agents in canine renal and liver homotransplantation and in human renal homotransplantation. Surg Gynecol Obstet 1967; 124: 301– 318. 94 Scanfield I, Wolf JS, Wren SF, MacLean LD, Hume DM. Mechanism of permanent survival of canine renal allografts following a limited course of ALS treatment. Transplant Proc 1973; 5: 533– 534. 95 Medawar PB. The behavior and fate of skin autografts and skin homografts in rabbits. J Anat 1944; 78: 176– 199. 96 Billingham RE, Krohn PL, Medawar PB. Effect of cortisone on survival of skin homografts in rabbits. Br Med J 1951; 1: 1157– 1163. 97 Morgan JA. The influence of cortisone on the survival of homografts of skin in the rabbit. Surgery 1951; 30: 506– 515. 98 Dempster WJ, Lennox B, Boag JW. Prolongation of survival of skin homotransplants in the rabbit by irradiation of the host. Br J Exp Pathol 1950; 31: 670– 679. 99 Billingham RE, Brent L, Medawar PB. “Actively acquired tolerance” of foreign cells. Nature 1953; 172: 603– 606. 100 Main JM, Prehn RT. Successful skin homografts after the administration of high dosage X radiation and homologous bone marrow. J Natl Cancer Inst 1955; 15: 1023– 1029. 101 Billingham R, Brent L. Quantitative studies on transplantation immunity. IV. Induction of tolerance in newborn mice and studies on the phenomenon of runt disease. Philos Trans R Soc Lond [Biol] 1956; 242: 439– 477. 102 Bain B, Vas MR, Lowenstein L. The development of large immature mononuclear cells in mixed leukocyte cultures. Blood 1964; 23: 108– 116. 103 Bach F, Hirschhorn K. Lymphocyte interaction: a potential histocompatibility test in vitro. Science 1964; 143: 813– 814. 104 Gatti RA, Meuwissen HJ, Allen HD, Hong R, Good RA. Immunological reconstitution of sex-linked lymphopenic immunological deficiency. Lancet 1968; 2: 1366– 1369. 105 Thomas ED. Allogeneic marrow grafting: a story of man and dog. In: PI Terasaki, JM Cecka, eds. Clinical transplants. Los Angeles: UCLA Press, 1991: 381– 390. 106 Starzl TE, Kaupp HA Jr, Brock DR, Butz GW Jr, Linman JW. Homotransplantation of multiple visceral organs. Am J Surg 1962; 103: 219– 229. 107 Monchik GJ, Russell PS. Transplantation of the small bowel in the rat: technical and immunologic considerations. Surgery 1971; 70: 693– 702. 108 Starzl TE, Todo S, Tzakis A, Alessiani M, Casavilla A, Abu-Elmagd K, Fung JJ. The many faces of multivisceral transplantation. Surg Gynecol Obstet 1991; 172: 335– 344. 109 Todo S, Tzakis AG, Abu-Elmagd K, Reyes J, Nakamura K, Casavilla A, Selby R, et al. Intestinal transplantation in composite visceral grafts or alone. Ann Surg 1992; 216: 223– 234. 110 Goulet O, Revillon Y, Brousse N, Jan D, Canion D, Rambaud C, Cerf-Bensussan N, et al. Successful small bowel transplantation in an infant. Transplantation 1992; 53: 940– 943. 111 Starzl TE, Rowe M, Todo S, Jaffe R, Tzakis A, Hoffman A, Esquivel C, et al. Transplantation of multiple abdominal viscera. JAMA 1989; 26: 1449– 1457. 112 Slavin S, Strober S, Fuks Z, Kaplan HS. Induction of specific tissue transplantation tolerance using fractionated total lymphoid irradiation in adult mice: long-term survival of allogeneic bone marrow and skin grafts. J Exp Med 1977; 146: 34– 48. 113 Ildstad ST, Sachs DH. Reconstitution with syngeneic plus allogeneic or xenogeneic bone marrow leads to specific acceptance of allografts or xenografts. Nature 1984; 307: 168– 170. 114 Strober S, Dhillon M, Schubert M, Holm B, Englemans E, Benike C, Hoppe R, et al. Acquired immune tolerance to cadaveric renal allografts: a study of three patients treated with total lymphoid irradiation. N Eng J Med 1989; 321: 28– 33. 115 Webb S, Morris C, Sprent J. Extrathymic tolerance of mature T cells: clonal elimination as a consequence of immunity. Cell 1990; 63: 1249– 1256. 116 Matas AJ, Sutherland DER, Najarian JS. The impact of HLA matching on graft survival. Transplantation 1992; 54: 568– 569. 117Ferguson R and the Transplant Information Share Group (TISG). A multicenter experience with sequential ALG/cyclosporine therapy in renal transplantation. Clin Transpl 1988; 2: 285– 294. 118 Salvatierra O Jr. Optimal use of organs for transplantation. N Engl J Med 1988; 318: 1329– 1331. 119 Gjertson D, Terasaki P, Takamoto S. National allocation of cadaveric kidneys by HLA matching: projected effect on outcome and costs. N Engl J Med 1991; 324: 1032– 1036. 120 Donaldson PT, O'Grady J, Portmann B, Davis H, Alexander GJM, Neuberger J, Thick M, et al. Evidence for an immune response to HLA class I antigens in the vanishing bile duct syndrome after liver transplantation. Lancet 1987; 1: 945– 948. 121 Markus BH, Duquesnoy RJ, Gordon RD, Fung JJ, Venek M, Klintmalm G, Bryan C, et al. Histocompatibility and liver transplant outcome. Does HLA exert a dualistic effect?. Transplantation 1988; 46: 372– 377. 122 Meuwissen HJ, Gatti RA, Terasaki PI, Hong R, Good RA. Treatment of lymphopenic hypogammaglobulinemia and bone marrow aplasia by transplantation of allogeneic marrow: crucial role of histocompatibility matching. N Engl J Med 1969; 281: 691– 697. 123 Saat RE, De Bruin RWF, Heineman E, Jeekel J, Marquet RL. The limited efficacy of cyclosporine in preventing rejection and graft-versus-host disease in orthotopic small bowel transplantation in rats. Transplantation 1990; 50: 374– 377. 124 Burdick JF, Vogelsang GB, Smith WJ, Farmer ER, Bias WB, Kaufmann SH, Horn J, et al. Severe graft-versus-host disease in a liver transplant recipient. N Engl J Med 1988; 319: 689– 691. 125 Marubayashi S, Matsuzaka C. Fatal generalized acute graft versus host disease in liver transplant recipient. Transplantation 1990; 50: 709– 711. 126 Bhaduri BR, Tan KC, Humphreys S, Williams R, Donaldson P, Vergani D, Mowat AP, et al. Graft-versus-host disease after orthotopic liver transplantation in a child. Transplant Proc 1990; 22: 2378– 2380. 127 Roberts JP, Ascher NL, Lake J, Capper J, Purohit S, Garovoy M, Lynch R, et al. Graft vs. host disease after liver transplantation in humans: a report of four cases. HEPATOLOGY 1991; 14: 274– 281. 128 Jamieson NV, Joysey V, Friend PJ, Marcus R, Ramsbottom S, Baglin T, Johnston PS, et al. Graft-versus-host disease in solid organ transplantation. Transpl Int 1991; 4: 67– 71. 129 Rosen CB, Moore SB, Batts KP, Santrach PJ, Noel P, Wiesner RH, Krom RAF. Clinical and pathological features of graft-versus-host disease after liver transplantation: a case report and review of the literature. Clin Transpl 1993; 7: 52– 58. 130 Comenzo RL, Malachowski ME, Rohrer RJ, Freeman RB, Rabson A, Berkman EM. Anomalous ABO phenotype in a child after an ABO-incompatible liver transplantation. N Engl J Med 1992; 326: 867– 889. 131 Billingham R, Brent L, Medawar P. Quantitative studies on tissue transplantation immunity. III. Actively acquired tolerance. Philos Trans R Soc Lond [Biol] 1956; 239: 357– 412. 132 Starzl TE. Experience in hepatic transplantation. Philadelphia: WB Saunders Co, 1969: 184– 192, 198–206. 133 Garnier H, Clot J, Bertrand M, Camplez P, Kumlim A, Gorim JKP, LeGoaziou F, et al. Liver transplantation in the pig: surgical approach. Cr Acad Sci Paris 1965; 260: 5621– 5623. 134 Peacock JH, Terblanche J. Orthotopic homotransplantation of the liver in the pig. In: AE Read, ed. The liver. London: Butterworth & Co. Ltd, 1967: 333– 336. 135 Calne RY, White HJO, Yoffa DE, Maginn RR, Binns RM, Samuel JR, Molina VP. Observations of orthotopic liver transplantation in the pig. Br Med J 1967; 2: 478– 480. 136 Zimmerman FA, Butcher GW, Davies HS, Brons G, Kamada N, Turel O. Techniques for orthotopic liver transplantation in the rat and some studies of the immunologic responses to fully allogeneic liver grafts. Transplant Proc 1979; 11: 571– 577. 137 Murase N, Demetris AJ, Kim DG, Todo S, Fung JJ, Starzl TE. Rejection of the multivisceral allograft in rats: a sequential analysis with comparison to isolated orthotopic small bowel and liver grafts. Surgery 1990; 108: 880– 889. 138 Starzl TE, Ishikawa M, Putnam CW, Porter KA, Picache R, Husberg BS, Halgrimson CG, et al. Progress in and deterrents to orthotopic liver transplantation, with special reference to survival, resistance to hyperacute rejection, and biliary duct reconstruction. Transplant Proc 1974; 6: 129– 139. 139 Kamada N, Davies HFFS, Roser B. Reversal of transplantation immunity by liver grafting. Nature 1981; 292: 840– 842. 140 Houssin D, Gugenheim J, Bellon B, Brunard M, Gigou M, Charra M, Crougneau S, et al. Absence of hyperacute rejection of liver allografts in hypersensitized rats. Transplant Proc 1985; 17: 293– 295. 141 Valdivia LA, Fung JJ, Demetris AJ, Starzl TE. Differential survival of hamster-to-rat liver and cardiac xenografts under FK 506 immunosuppression. Transplant Proc 1991; 23: 3269– 3271. 142 Calne RY, Sells RA, Pena JR, Davis DR, Millard PR, Herbertson BM, Binns RM, et al. Induction of immunological tolerance by porcine liver allografts. Nature 1969; 233: 472– 474. 143 Fung J, Makowka L, Tzakis A, Klintmalm G, Duquesnoy R, Gordon R, Todo S, et al. Combined liver-kidney transplantation: analysis of patients with preformed lymphocytotoxic antibodies. Transplant Proc 1988; 20 (suppl 1): 88– 91. 144 Valdivia L, Demetris AJ, Fung JJ, Celli S, Murase N, Starzl TE. Successful hamster to rat liver xenotransplantation under FK 506 immunosuppression induces unresponsiveness to hamster heart and skin. Transplantation 1993; 55: 659– 661. 145 Marchioro TL, Rowlands DT Jr, Rifkind D, Waddell WR, Starzl TE, Fudenberg H. Splenic homotransplantation. Ann NY Acad Sci 1964; 120: 626– 651. 146 Wakely E, Oberholser JH, Corry RJ. Elimination of acute GVHD and prolongation of rat pancreas allograft survival with DST, cyclosporine, and spleen transplantation. Transplantation 1990; 49: 241– 245. 147 Bitter-Suermann H, Save-Soderbergh JS. The course of pancreas allografts in rats conditioned by spleen allografts. Transplantation 1978; 26: 28– 34. 148 Ildstad ST, Wren SM, Oh E, Hronakes ML. Mixed allogeneic reconstitution (A + B → A) to induce donor-specific transplantation tolerance. Transplantation 1991; 51: 1262– 1266. 149 Monaco AP, Wood ML. Studies on heterologous antilymphocyte serum in mice. VII. Optimal cellular antigen for induction of immunologic tolerance with ALS. Transplant Proc 1970; 2: 489– 496. 150 Monaco AP, Wood ML, Maki T, Gozzo JJ. Post transplantation donor-specific bone marrow transfusion in polyclonal antilymphocyte serum-treated recipients: the optimal cellular antigen for induction of unresponsiveness to organ allografts. Transplant Proc 1988; 20: 1207– 1212. 151 Thomas J, Carver M, Cunningham P, Park K, Gonder J. Promotion of incompatible allograft acceptance in rhesus monkeys given posttransplant antithymocyte globulin and donor bone marrow. I. In vivo parameters and immunohistologic evidence suggesting microchimerism. Transplantation 1987; 43: 332– 338. 152 Barber WH, Mankin JA, Laskow DA, Dierhoi MH, Julian BA, Curtis JJ, Diethelm AG. Long term results of a controlled prospective study with transfusion of donor-specific bone marrow in 57 cadaveric renal allograft recipients. Transplantation 1991; 51: 70– 75. 153 Starzl TE. The future of xenotransplantation. Ann Surg 1992; 216 (suppl). 154 Murase N, Starzl TE, Demetris AJ, Valdivia L, Tanabe M, Cramer D, Makowka L. Hamster to rat heart and liver xenotransplantation with FK5506 plus antiproliferative drugs. Transplantation 1993, in press. 155 Starzl TE, Murase N, Demetris AJ, Giorda R, Valdivia L, Trucco M. Drug development and testing in relation to cell migration and chimerism. Transplant Proc 1993; 25: 469– 472. 156 Starzl TE, Fung J, Tzakis A, Todo S, Demetris AJ, Marino IR, Doyle H, et al. Baboon to human liver transplantation. Lancet 1993; 341: 65– 71. Citing Literature Volume17, Issue6June 1993Pages 1127-1152 ReferencesRelatedInformation

Recent progress in islet isolation from the pancreas of large mammals including man, accentuated the need for the development of precise and reproducible techniques to assess islet yield. In this report both quantitative and qualitative criteria for islet isolation assessment were discussed, the main topics being the determination of number, volume, purity, morphologic integrity and in vitro and in vivo function tests of the final islet preparations. It has been recommended that dithizone should be used as a specific stain for immediate detection of islet tissue making it possible to estimate both the total number of islets (dividing them into classes of 50 mu diameter range increments) and the purity of the final preparation. Appropriate morphological assessment should include confirmation of islet identification, assessment of the morphological integrity and of the purity of the islet preparation. The use of fluorometric inclusion and exclusion dyes together have been suggested as a viability assay to simultaneously quantitate the proportion of cells that are intact or damaged. Perifusion of islets with glucose provides a dynamic profile of glucose-mediated insulin release and of the ability of the cells to down regulate insulin secretion after the glycemic challenge is interrupted. Although perifusion data provides a useful guide to islet viability the quantity and kinetics of insulin release do not necessarily predict islet performance after implantation. Therefore, the ultimate test of islet viability is their function after transplantation into a diabetic recipient. For this reason, in vivo models of transplantation of an aliquot of the final islet preparation into diabetic nude (athymic) rodents have been suggested. We hope that these general guidelines will be of assistance to standardize the assessment of islet isolations, making it possible to better interpret and compare procedures from different centers.

OBJECTIVE Impaired awareness of hypoglycemia (IAH) and severe hypoglycemic events (SHEs) cause substantial morbidity and mortality in patients with type 1 diabetes (T1D). Current therapies are effective in preventing SHEs in 50–80% of patients with IAH and SHEs, leaving a substantial number of patients at risk. We evaluated the effectiveness and safety of a standardized human pancreatic islet product in subjects in whom IAH and SHEs persisted despite medical treatment. RESEARCH DESIGN AND METHODS This multicenter, single-arm, phase 3 study of the investigational product purified human pancreatic islets (PHPI) was conducted at eight centers in North America. Forty-eight adults with T1D for >5 years, absent stimulated C-peptide, and documented IAH and SHEs despite expert care were enrolled. Each received immunosuppression and one or more transplants of PHPI, manufactured on-site under good manufacturing practice conditions using a common batch record and standardized lot release criteria and test methods. The primary end point was the achievement of HbA1c <7.0% (53 mmol/mol) at day 365 and freedom from SHEs from day 28 to day 365 after the first transplant. RESULTS The primary end point was successfully met by 87.5% of subjects at 1 year and by 71% at 2 years. The median HbA1c level was 5.6% (38 mmol/mol) at both 1 and 2 years. Hypoglycemia awareness was restored, with highly significant improvements in Clarke and HYPO scores (P > 0.0001). No study-related deaths or disabilities occurred. Five of the enrollees (10.4%) experienced bleeds requiring transfusions (corresponding to 5 of 75 procedures), and two enrollees (4.1%) had infections attributed to immunosuppression. Glomerular filtration rate decreased significantly on immunosuppression, and donor-specific antibodies developed in two patients. CONCLUSIONS Transplanted PHPI provided glycemic control, restoration of hypoglycemia awareness, and protection from SHEs in subjects with intractable IAH and SHEs. Safety events occurred related to the infusion procedure and immunosuppression, including bleeding and decreased renal function. Islet transplantation should be considered for patients with T1D and IAH in whom other, less invasive current treatments have been ineffective in preventing SHEs.

Context

Antibody-based induction therapy plus calcineurin inhibitors (CNIs) reduce acute rejection rates in kidney recipients; however, opportunistic infections and toxic CNI effects remain challenging. Reportedly, mesenchymal stem cells (MSCs) have successfully treated graft-vs-host disease.

Objective

To assess autologous MSCs as replacement of antibody induction for patients with end-stage renal disease who undergo ABO-compatible, cross-match–negative kidney transplants from a living-related donor.

Design, Setting, and Patients

One hundred fifty-nine patients were enrolled in this single-site, prospective, open-label, randomized study from February 2008-May 2009, when recruitment was completed.

Intervention

Patients were inoculated with marrow-derived autologous MSC (1−2 × 10⁶/kg) at kidney reperfusion and two weeks later. Fifty-three patients received standard-dose and 52 patients received low-dose CNIs (80% of standard); 51 patients in the control group received anti–IL-2 receptor antibody plus standard-dose CNIs.

Main Outcome Measures

The primary measure was 1-year incidence of acute rejection and renal function (estimated glomerular filtration rate [eGFR]); the secondary measure was patient and graft survival and incidence of adverse events.

Results

Patient and graft survival at 13 to 30 months was similar in all groups. After 6 months, 4 of 53 patients (7.5%) in the autologous MSC plus standard-dose CNI group (95% CI, 0.4%-14.7%; P = .04) and 4 of 52 patients (7.7%) in the low-dose group (95% CI, 0.5%-14.9%; P = .046) compared with 11 of 51 controls (21.6%; 95% CI, 10.5%-32.6%) had biopsy-confirmed acute rejection. None of the patients in either autologous MSC group had glucorticoid-resistant rejection, whereas 4 patients (7.8%) in the control group did (95% CI, 0.6%-15.1%; overall P = .02). Renal function recovered faster among both MSC groups showing increased eGFR levels during the first month after surgery than the control group. Patients receiving standard-dose CNI had a mean difference of 6.2 mL/min per 1.73 m² (95% CI, 0.4-11.9; P=.04) and those in the low-dose CNI of 10.0 mL/min per 1.73 m² (95% CI, 3.8-16.2; P=.002). Also, during the 1-year follow-up, combined analysis of MSC-treated groups revealed significantly decreased risk of opportunistic infections than the control group (hazard ratio, 0.42; 95% CI, 0.20-0.85, P=.02)

Conclusion

Among patients undergoing renal transplant, the use of autologous MSCs compared with anti-IL-2 receptor antibody induction therapy resulted in lower incidence of acute rejection, decreased risk of opportunistic infection, and better estimated renal function at 1 year.

Trial Registration

clinicaltrials.gov Identifier: NCT00658073

Rituximab treatment in high-risk patients with focal segmental glomerulosclerosis directly affects podocyte function and is linked to reduced incidence of recurrent proteinuria after kidney transplantation.