MicroRNAs (miRNAs) are small non-protein-coding RNAs that function as negative gene expression regulators. In the present study, we investigated miRNAs role in endothelial cell response to hypoxia. We found that the expression of miR-210 progressively increased upon exposure to hypoxia. miR-210 overexpression in normoxic endothelial cells stimulated the formation of capillary-like structures on Matrigel and vascular endothelial growth factor-driven cell migration. Conversely, miR-210 blockade via anti-miRNA transfection inhibited the formation of capillary-like structures stimulated by hypoxia and decreased cell migration in response to vascular endothelial growth factor. miR-210 overexpression did not affect endothelial cell growth in both normoxia and hypoxia. However, anti-miR-210 transfection inhibited cell growth and induced apoptosis, in both normoxia and hypoxia. We determined that one relevant target of miR-210 in hypoxia was Ephrin-A3 since miR-210 was necessary and sufficient to down-modulate its expression. Moreover, luciferase reporter assays showed that Ephrin-A3 was a direct target of miR-210. Ephrin-A3 modulation by miR-210 had significant functional consequences; indeed, the expression of an Ephrin-A3 allele that is not targeted by miR-210 prevented miR-210-mediated stimulation of both tubulogenesis and chemotaxis. We conclude that miR-210 up-regulation is a crucial element of endothelial cell response to hypoxia, affecting cell survival, migration, and differentiation. MicroRNAs (miRNAs) are small non-protein-coding RNAs that function as negative gene expression regulators. In the present study, we investigated miRNAs role in endothelial cell response to hypoxia. We found that the expression of miR-210 progressively increased upon exposure to hypoxia. miR-210 overexpression in normoxic endothelial cells stimulated the formation of capillary-like structures on Matrigel and vascular endothelial growth factor-driven cell migration. Conversely, miR-210 blockade via anti-miRNA transfection inhibited the formation of capillary-like structures stimulated by hypoxia and decreased cell migration in response to vascular endothelial growth factor. miR-210 overexpression did not affect endothelial cell growth in both normoxia and hypoxia. However, anti-miR-210 transfection inhibited cell growth and induced apoptosis, in both normoxia and hypoxia. We determined that one relevant target of miR-210 in hypoxia was Ephrin-A3 since miR-210 was necessary and sufficient to down-modulate its expression. Moreover, luciferase reporter assays showed that Ephrin-A3 was a direct target of miR-210. Ephrin-A3 modulation by miR-210 had significant functional consequences; indeed, the expression of an Ephrin-A3 allele that is not targeted by miR-210 prevented miR-210-mediated stimulation of both tubulogenesis and chemotaxis. We conclude that miR-210 up-regulation is a crucial element of endothelial cell response to hypoxia, affecting cell survival, migration, and differentiation. Hypoxia occurs during several physio-pathological circumstances such as rapid tissue growth, acute and chronic ischemia, organ and tumor development, and high altitude (1Giaccia A.J. Simon M.C. Johnson R. Genes Dev. 2004; 18: 2183-2194Crossref PubMed Scopus (297) Google Scholar). Diminished oxygen concentration induces an articulate program of responses aimed at relieving tissue hypoxia and removing irreversibly damaged cells (2Pouyssegur J. Dayan F. Mazure N.M. Nature. 2006; 441: 437-443Crossref PubMed Scopus (1384) Google Scholar, 3Pugh C.W. Ratcliffe P.J. Nat. Med. 2003; 9: 677-684Crossref PubMed Scopus (1999) Google Scholar). These responses include endothelial cell (EC) 2The abbreviations used are: EC, endothelial cell; HUVEC, human umbilical vein endothelial cells; miRNA, microRNA; qPCR, real-time PCR; pSUPER, p-SUPER.retro.puro vector; EFNA3, ephrin-A3; anti-miR-210, miR-210 complementary locked nucleic acid; VEGF, vascular endothelial growth factor; UTR, untranslated region. proliferation, migration, and angiogenesis, but also growth arrest and apoptotic cell death; the nature of the outcome depends on numerous parameters, including cell histological origin and genotype, as well as the severity and the duration of the hypoxic stress. Thus, it is of pivotal importance in understanding the molecular mechanisms triggered by cell exposure to low oxygen tension. Little is known about the role played by microRNAs (miRNAs) in EC response to hypoxia (4Kulshreshtha R. Davuluri R.V. Calin G.A. Ivan M. Cell Death Differ. 2008; 15: 667-671Crossref PubMed Scopus (223) Google Scholar). miRNAs are 21–23-nucleotide RNA molecules that regulate the stability or the translational efficiency of target messenger RNAs (5Bartel D.P. Cell. 2004; 116: 281-297Abstract Full Text Full Text PDF PubMed Scopus (29625) Google Scholar, 6Zamore P.D. Haley B. Science. 2005; 309: 1519-1524Crossref PubMed Scopus (1130) Google Scholar). The biogenesis of miRNAs begins with a primary transcript, termed the pri-miRNA, and the combined action of Drosha and Dicer ribonucleases generates the mature miRNA species. This product is loaded into the RNA-induced silencing complex, where it mediates the translational inhibition of target mRNA, albeit the opposite effect has been described as well (7Vasudevan S. Tong Y. Steitz J.A. Science. 2007; 318: 1931-1934Crossref PubMed Scopus (2198) Google Scholar). miRNAs have diverse functions, including the regulation of cellular differentiation, proliferation, and apoptosis (5Bartel D.P. Cell. 2004; 116: 281-297Abstract Full Text Full Text PDF PubMed Scopus (29625) Google Scholar). Although it is clear that miRNAs have essential functions in mammalian biology, few miRNA genes have been functionally linked to specific cellular pathways. In this study, we show that miR-210 is a key player of EC response to low oxygen tension and identify Ephrin-A3 as a relevant target of miR-210 in hypoxic conditions. Cell Cultures—Human umbilical vein EC (HUVEC; Clonetics) were grown in EGM-2 (BioWhittaker) containing 2% fetal bovine serum. U2OS osteosarcoma cell line and Phoenix-ampho cells (American Type Culture Collection) were grown in Dulbecco's modified Eagle's medium containing 10% fetal bovine serum. The induction of acidosis and hypoxia is described in supplemental materials. miRNA and mRNA Quantification—Total RNA was extracted using TRIzol (Invitrogen). Small RNA and mRNA fractions were enriched using the PureLink miRNA isolation kit and Micro-to-Midi isolation kit (Invitrogen), respectively, according to the manufacturer's instructions. miRNA levels were analyzed using the TaqMan real-time PCR (qPCR) method (1 ng/assay) and quantified with the ABI Prism 7000 SDS (Applied Biosystems). Primers for 157 miRNA, 28 positive and negative controls, and the reagents for reverse transcriptase and qPCR reactions were all obtained from Applied Biosystems. Relative expression was calculated using the comparative Ct method (2-[Δ][Δ]Ct) (8Livak K.J. Schmittgen T.D. Methods (Amst.). 2001; 25: 402-408Google Scholar). Different samples were normalized to miR-16 expression. For miRNA profiling, miRNAs were assayed in a 96-well format, and samples were also normalized to the median Ct value, obtaining almost identical results. mRNAs levels were analyzed using the SYBR-GREEN qPCR method (1–3 μg/assay, Ambion, see supplemental materials for details). Northern blottings are described in the supplemental materials. Small Interfering RNA-mediated Gene Silencing—Small interfering RNAs targeting HIF1α, HIF2α, or a scramble sequence (Santa Cruz Biotechnology) were transfected into HUVEC, according to the manufacturer's instruction (see the supplemental materials for details). miRNA Down-modulation and Overexpression—Locked Nucleic Acid oligonucleotides against miR-210 or a control scramble sequence (Exiqon) were transfected by small interfering RNA transfection reagent (Santa Cruz Biotechnology) in 40% confluent HUVEC (4 × 103/cm2) at the final concentration of 40 nm. After 16 h, cells were re-fed with fresh medium, and experiments were performed 24 h later. Alternatively, cells were incubated with fresh medium for 2 h and then shifted to hypoxic conditions. miRIDIAN miR-210 Mimic or a control scramble sequence (Dharmacon) were transfected using the same protocol. To obtain stable miR-210-overexpressing cells, HUVEC were infected by retroviral vectors bearing pre-miR210 sequence (see the supplemental materials). miRNAs Target Prediction—Bioinformatic prediction of target genes and miRNA binding sites was performed using four different programs: MiRanda (version 2005), TargetScan (version 3.1), Sanger MirBase (version 4), and PicTar (version 2006) (9Krek A. Grun D. Poy M.N. Wolf R. Rosenberg L. Epstein E.J. MacMenamin P. da Piedade I. Gunsalus K.C. Stoffel M. Rajewsky N. Nat. Genet. 2005; 37: 495-500Crossref PubMed Scopus (3903) Google Scholar, 10Sethupathy P. Megraw M. Hatzigeorgiou A.G. Nat. Methods. 2006; 3: 881-886Crossref PubMed Scopus (479) Google Scholar, 11Rajewsky N. Nat. Genet. 2006; 38: S8-S13Crossref PubMed Scopus (939) Google Scholar). Only common targets were considered for experimental analysis. Additional Information—See the supplemental materials for information on apoptosis, cell cycle analysis, adenoviral infection, capillary-like formation assay, chemotaxis, immunofluorescence, reporter construct generation and luciferase assay. Statistical Analysis—Variables were analyzed by both Student's t test and one-way analysis of variance and a of p ≤ 0.05 was deemed statistically significant. Values are expressed as ±standard error (S.E.). miR-210 Induction by Hypoxia—To assess whether hypoxia regulates miRNA expression in EC, HUVEC were exposed to 1% oxygen for different time periods. To control that cells responded to low oxygen tension, cell proliferation was measured. As expected, hypoxia induced cell death and growth arrest, as assessed by growth curves (Fig. S1A) and by the rate of DNA synthesis with bromodeoxyuridine incorporation (Fig. S1, B and C) (1Giaccia A.J. Simon M.C. Johnson R. Genes Dev. 2004; 18: 2183-2194Crossref PubMed Scopus (297) Google Scholar, 2Pouyssegur J. Dayan F. Mazure N.M. Nature. 2006; 441: 437-443Crossref PubMed Scopus (1384) Google Scholar, 3Pugh C.W. Ratcliffe P.J. Nat. Med. 2003; 9: 677-684Crossref PubMed Scopus (1999) Google Scholar). Low molecular weight RNA was extracted, and miRNA expression profile at each time point was determined (Tables S1 and S2). To normalize different samples, we used miR-16 expression, which previous experiments showed was not regulated by hypoxia (Fig. S2A). As found in different experimental systems (4Kulshreshtha R. Davuluri R.V. Calin G.A. Ivan M. Cell Death Differ. 2008; 15: 667-671Crossref PubMed Scopus (223) Google Scholar), miR-210 levels were strongly induced by hypoxia. miR-210 increased as early as 4 h after hypoxia induction, it was more than 35-fold higher than normoxic control at 48 h, and miRNA up-regulation was maintained for the next 72 h (Fig. 1A). miR-150 and 328 were up-regulated as well, albeit to a lower extent and with slower kinetics (Fig. S2, B and C). When miR-210 regulation by hypoxia was further investigated, it was found that its activation was inversely proportional to O2 tension (Fig. S3A). Moreover, upon HUVEC reoxygenation after 24 h of hypoxia, miR-210 levels remained high for the next 8 h and slowly declined thereafter, indicating the maintenance of this adaptive response (Fig. 1A). Finally, miR-210 induction by hypoxia was confirmed by northern blotting (Fig. 1B). Hypoxia is associated to increased oxidative stress and acidosis (12Zaccagnini G. Martelli F. Fasanaro P. Magenta A. Gaetano C. Di Carlo A. Biglioli P. Giorgio M. Martin-Padura I. Pelicci P.G. Capogrossi M.C. Circulation. 2004; 109: 2917-2923Crossref PubMed Scopus (103) Google Scholar, 13Mekhail K. Khacho M. Gunaratnam L. Lee S. Cell Cycle. 2004; 3: 1027-1029Crossref PubMed Scopus (25) Google Scholar, 14Guzy R.D. Schumacker P.T. Exp. Physiol. 2006; 91: 807-819Crossref PubMed Scopus (681) Google Scholar). Thus, it was assessed whether either oxidative stress or acidification in the absence of hypoxia were sufficient to induce miR-210 positive modulation (Fig. S3B). We found that HUVEC exposure to 400 μm H2O2 for 8 and 24 h did not induce miR-210 modulation; similarly, cell culture at both pH 6.6 and pH 7.0 for 24 and 48 h did not increase miR-210. In keeping with these data, a buffered medium that prevented hypoxia-induced acidosis (15Luo F. Liu X. Yan N. Li S. Cao G. Cheng Q. Xia Q. Wang H. BMC Cancer. 2006; 6: 26Crossref PubMed Scopus (60) Google Scholar) did not inhibit miR-210 activation by hypoxia. Finally, we found that glucose supplementation did not prevent miR-210 induction by hypoxia (Fig. S3C) and that this event was not endothelium-specific (Fig. S4). Many hypoxia effects are mediated by HIF transcription factor (1Giaccia A.J. Simon M.C. Johnson R. Genes Dev. 2004; 18: 2183-2194Crossref PubMed Scopus (297) Google Scholar, 2Pouyssegur J. Dayan F. Mazure N.M. Nature. 2006; 441: 437-443Crossref PubMed Scopus (1384) Google Scholar, 3Pugh C.W. Ratcliffe P.J. Nat. Med. 2003; 9: 677-684Crossref PubMed Scopus (1999) Google Scholar). To analyze the role of HIF in the induction of miR-210 by hypoxia in EC, the expression of HIF1α and HIF2α was knocked down by the transfection of specific small interfering RNAs. Although the knock down of both HIF isoforms was highly effective (Fig. S5, A and B), only HIF1α RNA interference decreased the induction of miR-210 by hypoxia significantly (Fig. S5C). In keeping with this observation, HIF1α overexpression was sufficient to induce miR-210 expression in the absence of hypoxia (Fig. S5, D and E). We conclude that miR-210 displays a rapid and dose-dependent induction in response to hypoxia and that its up-regulation is maintained over time. Neither oxidative stress nor acidosis appears to play a role in this event and, in keeping with previous observations (4Kulshreshtha R. Davuluri R.V. Calin G.A. Ivan M. Cell Death Differ. 2008; 15: 667-671Crossref PubMed Scopus (223) Google Scholar), HIF1α is necessary and sufficient for miR-210 activation. miR-210 Expression Stimulates Capillary-like Formation and Cell Migration—One main feature of hypoxia is the stimulation of angiogenesis (3Pugh C.W. Ratcliffe P.J. Nat. Med. 2003; 9: 677-684Crossref PubMed Scopus (1999) Google Scholar). Several aspects of angiogenesis can be studied in vitro, taking advantage of the ability of EC to form capillary-like structures once plated on Matrigel or other extracellular components (16Kubota Y. Kleinman H.K. Martin G.R. Lawley T.J. J. Cell Biol. 1988; 107: 1589-1598Crossref PubMed Scopus (984) Google Scholar). To this aim, HUVEC were first exposed to 24 h of hypoxia and, afterward, their ability to form capillary-like structures in low growth factor-containing medium was assessed. In keeping with previous reports (17Yamakawa M. Liu L.X. Date T. Belanger A.J. Vincent K.A. Akita G.Y. Kuriyama T. Cheng S.H. Gregory R.J. Jiang C. Circ. Res. 2003; 93: 664-673Crossref PubMed Scopus (270) Google Scholar), hypoxia preconditioning significantly increased tubulogenesis (Fig. 2, A and B). To determine whether this event was, at least in part, dependent on miR-210 activation, HUVEC were transfected with a miR-210 complementary Locked Nucleic Acid (anti-miR-210) that binds with high affinity and specificity to the complementary miRNA, inactivating its function. Fig. 2, A and B, show that 24 h of miR-210 blocking greatly decreased the ability of HUVEC to form capillary-like structures, both in cells exposed to hypoxia and in control cells. To assess whether miR-210 induction affected capillary-like structure formation in the absence of hypoxia, HUVEC overexpressing pre-miR-210 were generated, yielding a population that expressed mature miR-210 levels comparable with these observed in hypoxic cells (Fig. 2C). We found that miR-210 overexpression significantly increased capillary-like formation when HUVEC were plated in low growth factor medium (Fig. 2, D and E). EC migration is a crucial event in the angiogenic process (3Pugh C.W. Ratcliffe P.J. Nat. Med. 2003; 9: 677-684Crossref PubMed Scopus (1999) Google Scholar). Thus, we assessed whether the modulation of miR-210 expression affected VEGF-induced chemotaxis. To this aim, HUVEC were transfected with anti-miR-210, and then their ability to migrate in response to VEGF was assayed. Fig. 3, A and B, show that miR-210 blockade significantly decreased VEGF-driven chemotaxis. Conversely, miR-210 up-regulation to levels similar to these induced by hypoxia significantly increased HUVEC ability to migrate in response to VEGF (Fig. 3, C and D). Finally, to investigate the relevance of miR-210 action in the hypoxia-activated gene expression pattern, the mRNA levels of 11 hypoxia target genes were measured both in HUVEC exposed to hypoxia and in cells overexpressing miR-210 in normoxic conditions (Fig. S6). Although hypoxia up-regulated the expression of all 11 genes, miR-210 did not affect their levels. We concluded that miR-210 expression does not seem to affect the global gene expression response to hypoxia by HUVEC. miR-210 Levels Modulate EC Survival—It was examined whether miR-210 induction affected EC proliferation. To address this issue, we compared growth curves of HUVEC transduced with retroviral vectors expressing miR-210 or with backbone vector alone, in the presence or absence of hypoxia. It was found that miR-210 expression did not affect cell number significantly both in normoxic and in hypoxic conditions (Fig. S7A). Using a reciprocal approach, HUVEC were transfected with anti-miR-210, and cells were counted. We found that 24 h of miR-210 blocking decreased HUVEC proliferation even in normoxic cells and that exposure to hypoxia further decreased EC number (Fig. S7B). This demise was, at least in part, due to apoptotic cell death since apoptotic DNA fragmentation was increased by anti-miR-210 transfection (Fig. S7C). Similar data were obtained by a terminal deoxynucleotidyl transferase-mediated dUTP nick end labeling assay (TUNEL, not shown). Conversely, when DNA synthesis was measured, we found that anti-miR-210 only minimally affected bromodeoxyuridine incorporation rate (Fig. S7D). Hypoxia Down-modulates Ephrin-A3 via miR-210—To further corroborate the biological relevance of miR-210 regulation in cell response to hypoxia, an in silico search of potential targets was performed using PicTar, miRANDA, Sanger MirBase, and Targetscan algorithms (Table S3) (9Krek A. Grun D. Poy M.N. Wolf R. Rosenberg L. Epstein E.J. MacMenamin P. da Piedade I. Gunsalus K.C. Stoffel M. Rajewsky N. Nat. Genet. 2005; 37: 495-500Crossref PubMed Scopus (3903) Google Scholar, 10Sethupathy P. Megraw M. Hatzigeorgiou A.G. Nat. Methods. 2006; 3: 881-886Crossref PubMed Scopus (479) Google Scholar, 11Rajewsky N. Nat. Genet. 2006; 38: S8-S13Crossref PubMed Scopus (939) Google Scholar). One of the common targets of these software programs was Ephrin-A3 (EFNA3). Given the crucial role of Ephrins in the development of the cardiovascular system and in vascular remodeling (18Kuijper S. Turner C.J. Adams R.H. Trends Cardiovasc Med. 2007; 17: 145-151Crossref PubMed Scopus (215) Google Scholar), we decided to validate this target prediction. To this aim, HUVEC were exposed to hypoxia for 24 and 48 h, and EFNA3 was detected by semiquantitative immunofluorescence. Fig. 4A and Fig. S8A show that although EFNA3 was readily detectable in normoxic cells, its expression decreased to almost undetectable levels following hypoxia exposure. This down-modulation was not due to decreased mRNA levels since measurements by qPCR displayed an unexpected increase of EFNA3 mRNA (Fig. S8B). Although EFNA3 regulation clearly needs further investigation, we can conclude that EFNA3 is post-transcriptionally down-modulated by hypoxia. Then, it was assessed whether EFNA3 down-modulation was indeed due to increased miR-210 levels. To address this issue, HUVEC were transfected with anti-miR-210 and exposed to hypoxia. Fig. 4B shows that miR-210 blocking completely prevented EFNA3 decrease. Afterward, it was investigated whether miR-210 up-regulation in the absence of hypoxia regulated EFNA3 levels. We found that EFNA3 protein staining was strongly diminished in miR-210-overexpressing cells (Fig. 4C) in the absence of EFNA3 mRNA regulation (Fig. S8C). Taken together, these data establish a cause-and-effect relationship between mRNA-210 up-regulation and EFNA3 down-modulation by hypoxia. To investigate whether miR-210 directly regulated EFNA3 expression, an assay was set up in which the 3′-UTR of the EFNA3 gene was inserted downstream of a luciferase open reading frame (pLUC_24–926, Fig. 5A). Alternatively, to eliminate the potential interference of other miRNA binding sites, only the putative miR-210 target site and the immediately surrounding sequences were cloned (pLUC_768–822). As control, we deleted the sequence complementary to miR-210 seed sequence in this latter construct (pLUC_control). The different luciferase constructs were transfected into U2OS cells with a plasmid carrying a constitutive expression cassette for miR-210 or for a control sequence. U2OS were chosen for their high efficiency of transfection. A significant negative effect on luciferase activity was observed in both constructs bearing an intact miR-210 binding site when compared with the control (Fig. 5B). Likewise, endogenous levels of miR-210 induced by hypoxia were sufficient to repress pLUC_24–926 and pLUC_768–822 reporter constructs, whereas pLUC-control was unaffected (Fig. 5C). We concluded that EFNA3 is a direct target of miR-210. EFNA3 Down-modulation Is Necessary for miR-210-mediated Stimulation of Both Tubulogenesis and Chemotaxis—We investigated whether EFNA3 down-modulation is an integral part of miR-210-induced increase of EC migration and tubulogenesis. To this aim, miR-210 was overexpressed in the presence of an EFNA3 allele that is devoid of most 3′-UTR sequence (EFNA3Δ) and therefore cannot be targeted by miR-210. EFNA3Δ was expressed using a retroviral vector, whereas miR-210 was transfected as mature sequence. Fig. 6A shows that EFNA3Δ expression completely prevented miR-210-induced increase of capillary-like structures. Indeed, the simultaneous expression of miR-210 and EFNA3Δ decreased tubulogenesis below control levels, whereas EFNA3Δ expression had no effect per se. We found that the same was true also in hypoxia-stimulated cells, therefore, in the absence of miR-210 overexpression. Fig. 6B shows that the expression of EFNA3Δ prevented hypoxia-induced increase of EC tubulogenesis and that the level of capillary-like structures was below control. Then, we assayed whether EFNA3 inhibition played a role in miR-210 stimulation of EC chemotaxis as well. Fig. 6C shows that although EFNA3Δ expression did not affect EC chemotaxis in response to VEGF, miR-210 and EFNA3Δ co-expression inhibited it completely. Likewise, the expression of EFNA3Δ prevented the increase in VEGF-driven chemotaxis induced by hypoxia (Fig. 6D). In this study, we characterized miR-210 regulation and its functional relevance in EC response to hypoxia. It was found that miR-210 up-regulation was rapid and persistent, and it did not represent a general response to stress since no evidence was found that either intracellular pH decrease or increased reactive oxygen species played a role in miR-210 activation. We also found that neither growth factor deprivation nor osmotic stress elicited miR-210 increase, 3P. Fasanaro, Y. D'Alessandra, M. C. Capogrossi, and F. Martelli, unpublished. confirming the high specificity of the hypoxic signaling in miR-210 regulation. Moreover, miR-210 modulation by hypoxia is not restricted to EC. Thus, it is tempting to hypothesize a general role of miR-210 induction in the hypoxic response. In keeping with this interpretation, recent studies found that the identity of the miRNAs modulated by hypoxia differs widely according to the cell type used as much as the degree and the time of hypoxia (19Kulshreshtha R. Ferracin M. Wojcik S.E. Garzon R. Alder H. Agosto-Perez F.J. Davuluri R. Liu C.G. Croce C.M. Negrini M. Calin G.A. Ivan M. Mol. Cell. Biol. 2006; 28: 28Google Scholar, 20Hebert C. Norris K. Scheper M.A. Nikitakis N. Sauk J.J. Mol Cancer. 2007; 6: 5Crossref PubMed Scopus (252) Google Scholar, 21Hua Z. Lv Q. Ye W. Wong C.K. Cai G. Gu D. Ji Y. Zhao C. Wang J. Yang B.B. Zhang Y. PLoS ONE. 2006; 1: e116Crossref PubMed Scopus (552) Google Scholar, 22Donker R.B. Mouillet J.F. Nelson D.M. Sadovsky Y. Mol. Hum. Reprod. 2007; 13: 273-279Crossref PubMed Scopus (110) Google Scholar, 23Camps C. Buffa F.M. Colella S. Moore J. Sotiriou C. Sheldon H. Harris A.L. Gleadle J.M. Ragoussis J. Clin. Cancer Res. 2008; 14: 1340-1348Crossref PubMed Scopus (573) Google Scholar). However, the activation of miR-210 does not seem linked to tight experimental conditions or to a specific cell type (19Kulshreshtha R. Ferracin M. Wojcik S.E. Garzon R. Alder H. Agosto-Perez F.J. Davuluri R. Liu C.G. Croce C.M. Negrini M. Calin G.A. Ivan M. Mol. Cell. Biol. 2006; 28: 28Google Scholar, 20Hebert C. Norris K. Scheper M.A. Nikitakis N. Sauk J.J. Mol Cancer. 2007; 6: 5Crossref PubMed Scopus (252) Google Scholar, 21Hua Z. Lv Q. Ye W. Wong C.K. Cai G. Gu D. Ji Y. Zhao C. Wang J. Yang B.B. Zhang Y. PLoS ONE. 2006; 1: e116Crossref PubMed Scopus (552) Google Scholar, 23Camps C. Buffa F.M. Colella S. Moore J. Sotiriou C. Sheldon H. Harris A.L. Gleadle J.M. Ragoussis J. Clin. Cancer Res. 2008; 14: 1340-1348Crossref PubMed Scopus (573) Google Scholar, 24Giannakakis A. Sandaltzopoulos R. Greshock J. Liang S. Huang J. Hasegawa K. Li C. O'Brien-Jenkins A. Katsaros D. Weber B.L. Simon C. Coukos G. Zhang L. Cancer Biol. Ther. 2007; 7: 255-264Crossref PubMed Scopus (309) Google Scholar). Like many other miRNAs, miR-210 biological information is limited almost exclusively to expression analysis. Thus, we focused on the investigation of the functional relevance of miR-210 regulation in EC response to hypoxia. Evidence was provided that miR-210 up-regulation in normoxic conditions increases EC tubulogenesis and migration, whereas miR-210 blockade in the presence of hypoxia decreases capillary-like formation, EC migration, and EC survival and induces apoptosis. In keeping with this latter finding, it has been shown that miR-210 inhibition activates caspases (19Kulshreshtha R. Ferracin M. Wojcik S.E. Garzon R. Alder H. Agosto-Perez F.J. Davuluri R. Liu C.G. Croce C.M. Negrini M. Calin G.A. Ivan M. Mol. Cell. Biol. 2006; 28: 28Google Scholar, 25Cheng A.M. Byrom M.W. Shelton J. Ford L.P. Nucleic Acids Res. 2005; 33: 1290-1297Crossref PubMed Scopus (1246) Google Scholar). One may speculate that the inhibitory effects on migration and tubulogenesis are mediated by apoptosis. Although this is a very likely explanation, additional mechanisms may play a role as well. Indeed, both cell survival decrease and apoptosis induced by anti-miR-210 transfection were only partial, whereas the inhibition of tubulogenesis was almost complete. Moreover, anti-miR-210 transfected cells migrated spontaneously, thus exhibiting a behavior of living cells. The specific effect of miR-210 blockade was to decrease their ability to enhance their migration in response to VEGF. One main hurdle that has limited the interpretation of many miRNA profiling studies is the difficulty of identifying miRNA targets (10Sethupathy P. Megraw M. Hatzigeorgiou A.G. Nat. Methods. 2006; 3: 881-886Crossref PubMed Scopus (479) Google Scholar, 11Rajewsky N. Nat. Genet. 2006; 38: S8-S13Crossref PubMed Scopus (939) Google Scholar). Indeed, the identity of only 102 targets has been experimentally proven in humans to date (as shown by the DIANA TarBase data base). To find genes directly regulated by miR-210, a very stringent strategy was adopted using four target prediction software programs and dismissing targets that were not identified by at least three algorithms. Four lines of evidence indicate that EFNA3 is a miR-210 target. 1) miR-210 overexpression induced the down-modulation of EFNA3 protein but not of EFNA3 mRNA. 2) Hypoxia induced EFNA3 protein demise, whereas EFNA3 mRNA was paradoxically increased. 3) miR-210 blocking by complementary Locked Nucleic Acid strategy prevented EFNA3 down-modulation induced by hypoxia. 4) EFNA3 3′-UTR containing a miR-210 binding sequence decreased the expression of a reporter luciferase gene upon hypoxia or miR-210 ectopic expression. Although all these evidences establish that miR-210 regulates EFNA3 expression directly, it is still possible that indirect mechanisms may increase the potency of miR-210 action. Ephrin ligands and their Eph receptors have been shown to play a crucial role in the development of the cardiovascular system and in vascular remodeling (18Kuijper S. Turner C.J. Adams R.H. Trends Cardiovasc Med. 2007; 17: 145-151Crossref PubMed Scopus (215) Google Scholar). Specifically, numerous studies have shown the importance of EFNA1/EphA2 interaction in the regulation of angiogenesis and VEGF signaling (18Kuijper S. Turner C.J. Adams R.H. Trends Cardiovasc Med. 2007; 17: 145-151Crossref PubMed Scopus (215) Google Scholar, 26Pandey A. Shao H. Marks R.M. Polverini P.J. Dixit V.M. Science. 1995; 268: 567-569Crossref PubMed Scopus (345) Google Scholar). Although the specific role of EFNA3 in the regulation of angiogenesis is still unknown, EphA2 has been shown to bind EFNA3 as well as EFNA1 (27Davis S. Gale N.W. Aldrich T.H. Maisonpierre P.C. Lhotak V. Pawson T. Goldfarb M. Yancopoulos G.D. Science. 1994; 266: 816-819Crossref PubMed Scopus (630) Google Scholar). We provided evidence that EFNA3 down-modulation is a necessary event of miR-210-mediated stimulation of capillary-like formation and EC chemotaxis in response to VEGF. Thus, it is tempting to speculate that miR-210-dependent down-modulation of EFNA3 expression may contribute to modulate the angiogenic response to ischemia. We can conclude that although further studies are needed, the modulation of miR-210 expression and/or activity may be a viable strategy to control angiogenesis, either positively or negatively. The help of Gian-Luca Sarra Ferraris in experiments using the hypoxic incubator and of Paolo Sarti, “La Sapienza” University of Rome, in performing O2 concentration measurements is greatly appreciated. Download .pdf (1.16 MB) Help with pdf files

Background— MicroRNAs are involved in various critical functions, including the regulation of cellular differentiation, proliferation, angiogenesis, and apoptosis. We hypothesize that microRNA-210 can rescue cardiac function after myocardial infarction by upregulation of angiogenesis and inhibition of cellular apoptosis in the heart. Methods and Results— Using microRNA microarrays, we first showed that microRNA-210 was highly expressed in live mouse HL-1 cardiomyocytes compared with apoptotic cells after 48 hours of hypoxia exposure. We confirmed by polymerase chain reaction that microRNA-210 was robustly induced in these cells. Gain-of-function and loss-of-function approaches were used to investigate microRNA-210 therapeutic potential in vitro. After transduction, microRNA-210 can upregulate several angiogenic factors, inhibit caspase activity, and prevent cell apoptosis compared with control. Afterward, adult FVB mice underwent intramyocardial injections with minicircle vector carrying microRNA-210 precursor, minicircle carrying microRNA-scramble, or sham surgery. At 8 weeks, echocardiography showed a significant improvement of left ventricular fractional shortening in the minicircle vector carrying microRNA-210 precursor group compared with the minicircle carrying microRNA-scramble control. Histological analysis confirmed decreased cellular apoptosis and increased neovascularization. Finally, 2 potential targets of microRNA-210, Efna3 and Ptp1b, involved in angiogenesis and apoptosis were confirmed through additional experimental validation. Conclusion— MicroRNA-210 can improve angiogenesis, inhibit apoptosis, and improve cardiac function in a murine model of myocardial infarction. It represents a potential novel therapeutic approach for treatment of ischemic heart disease.

We examined the effect of reactive oxygen species (ROS) on MicroRNAs (miRNAs) expression in endothelial cells in vitro, and in mouse skeletal muscle following acute hindlimb ischemia. Human umbilical vein endothelial cells (HUVEC) were exposed to 200 μM hydrogen peroxide (H2O2) for 8 to 24 h; miRNAs profiling showed that miR-200c and the co-transcribed miR-141 increased more than eightfold. The other miR-200 gene family members were also induced, albeit to a lower level. Furthermore, miR-200c upregulation was not endothelium restricted, and occurred also on exposure to an oxidative stress-inducing drug: 1,3-bis(2 chloroethyl)-1nitrosourea (BCNU). miR-200c overexpression induced HUVEC growth arrest, apoptosis and senescence; these phenomena were also induced by H2O2 and were partially rescued by miR-200c inhibition. Moreover, miR-200c target ZEB1 messenger RNA and protein were downmodulated by H2O2 and by miR-200c overexpression. ZEB1 knockdown recapitulated miR-200c-induced responses, and expression of a ZEB1 allele non-targeted by miR-200c, prevented miR-200c phenotype. The mechanism of H2O2-mediated miR-200c upregulation involves p53 and retinoblastoma proteins. Acute hindlimb ischemia enhanced miR-200c in wild-type mice skeletal muscle, whereas in p66ShcA −/− mice, which display lower levels of oxidative stress after ischemia, upregulation of miR-200c was markedly inhibited. In conclusion, ROS induce miR-200c and other miR-200 family members; the ensuing downmodulation of ZEB1 has a key role in ROS-induced apoptosis and senescence.

miR-210 is a key player of cell response to hypoxia, modulating cell survival, VEGF-driven endothelial cell migration, and the ability of endothelial cells to form capillary-like structures. A crucial step in understanding microRNA (miRNA) function is the identification of their targets. However, only few miR-210 targets have been identified to date. Here, we describe an integrated strategy for large-scale identification of new miR-210 targets by combining transcriptomics and proteomics with bioinformatic approaches. To experimentally validate candidate targets, the RNA-induced silencing complex (RISC) loaded with miR-210 was purified by immunoprecipitation along with its mRNA targets. The complex was significantly enriched in mRNAs of 31 candidate targets, such as BDNF, GPD1L, ISCU, NCAM, and the non-coding RNA Xist. A subset of the newly identified targets was further confirmed by 3′-untranslated region (UTR) reporter assays, and hypoxia induced down-modulation of their expression was rescued blocking miR-210, providing support for the approach validity. In the case of 9 targets, such as PTPN1 and P4HB, miR-210 seed-pairing sequences localized in the coding sequence or in the 5′-UTR, in line with recent data extending miRNA targeting beyond the "classic" 3′-UTR recognition. Finally, Gene Ontology analysis of the targets highlights known miR-210 impact on cell cycle regulation and differentiation, and predicts a new role of this miRNA in RNA processing, DNA binding, development, membrane trafficking, and amino acid catabolism. Given the complexity of miRNA actions, we view such a multiprong approach as useful to adequately describe the multiple pathways regulated by miR-210 during physiopathological processes.

Increased morbidity and mortality associated with ischemic heart failure (HF) in type 2 diabetic patients requires a deeper understanding of the underpinning pathogenetic mechanisms. Given the implication of microRNAs (miRNAs) in HF, we investigated their regulation and potential role. miRNA expression profiles were measured in left ventricle biopsies from 10 diabetic HF (D-HF) and 19 nondiabetic HF (ND-HF) patients affected by non–end stage dilated ischemic cardiomyopathy. The HF groups were compared with each other and with 16 matched nondiabetic, non-HF control subjects. A total of 17 miRNAs were modulated in D-HF and/or ND-HF patients when compared with control subjects. miR-216a, strongly increased in both D-HF and ND-HF patients, negatively correlated with left ventricular ejection fraction. Six miRNAs were differently expressed when comparing D-HF and ND-HF patients: miR-34b, miR-34c, miR-199b, miR-210, miR-650, and miR-223. Bioinformatic analysis of their modulated targets showed the enrichment of cardiac dysfunctions and HF categories. Moreover, the hypoxia-inducible factor pathway was activated in the noninfarcted, vital myocardium of D-HF compared with ND-HF patients, indicating a dysregulation of the hypoxia response mechanisms. Accordingly, miR-199a, miR-199b, and miR-210 were modulated by hypoxia and high glucose in cardiomyocytes and endothelial cells cultured in vitro. In conclusion, these findings show a dysregulation of miRNAs in HF, shedding light on the specific disease mechanisms differentiating diabetic patients.