Glucose oxidase (GOx) has been recognized as a "star" enzyme catalyst involved in cancer treatment in the past few years. Herein, GOx is mineralized with manganese-doped calcium phosphate (MnCaP) to form spherical nanoparticles (GOx-MnCaP NPs) by an in situ biomimetic mineralization method, followed by the loading of doxorubicin (DOX) to construct a biodegradable, biocompatible, and tumor acidity-responsive nanotheranostics for magnetic resonance imaging (MRI) and cascade reaction-enhanced cooperative cancer treatment. The GOx-driven oxidation reaction can effectively eliminate intratumoral glucose for starvation therapy, and the elevated H2O2 is then converted into highly toxic hydroxyl radicals via a Mn2+-mediated Fenton-like reaction for chemodynamic therapy (CDT). Moreover, the acidity amplification due to the gluconic acid generation will in turn accelerate the degradation of the nanoplatform and promote the Mn2+–H2O2 reaction for enhanced CDT. Meanwhile, the released Mn2+ ions can be used for MRI to monitor the treatment process. After carrying the anticancer drug, the DOX-loaded GOx-MnCaP can integrate starvation therapy, Mn2+-mediated CDT, and DOX-induced chemotherapy together, which showed greatly improved therapeutic efficacy than each monotherapy. Such an orchestrated cooperative cancer therapy demonstrated high-efficiency tumor suppression on 4T1 tumor-bearing mice with minimal side effects. Our findings suggested that the DOX-loaded GOx-MnCaP nanotheranostics with excellent biodegradability and biocompatibility hold clinical translation potential for cancer management.

The WRKY transcription factors have been demonstrated to play crucial roles in regulating stress responses; however, the exact mechanisms underlying their involvement in stress responses are not fully understood. Arabidopsis WRKY8 was predominantly expressed in roots and was highly upregulated by salt treatment. Disruption of WRKY8 rendered plants hypersensitive to salt, showing delayed germination, inhibited post-germination development and accelerated chlorosis. Further investigation revealed that WRKY8 interacted with VQ9, and their interaction decreased the DNA-binding activity of WRKY8. The VQ9 protein was exclusively localized in the nucleus, and VQ9 expression was strongly responsive to NaCl treatment. Mutation of VQ9 enhanced tolerance to salt stress, indicating that VQ9 acts antagonistically with WRKY8 to mediate responses to salt stress. The antagonist functions of WRKY8 and VQ9 were consistent with an increased or reduced Na⁺/K⁺ concentration ratio, as well as contrasting expression patterns of downstream stress-responsive genes in salt-stressed wrky8 and vq9 mutants. Moreover, chromatin immunoprecipitation (ChIP) assays showed that WRKY8 directly bound the promoter of RD29A under salt conditions. These results provided strong evidence that the VQ9 protein acts as a repressor of the WRKY8 factor to maintain an appropriate balance of WRKY8-mediated signaling pathways to establish salinity stress tolerance.

Abstract Jasmonate is ubiquitous in the plant kingdom and regulates multiple physiological processes. Although jasmonate signaling has been thoroughly investigated in Arabidopsis thaliana, most studies have focused on the transcriptional mechanisms underlying various jasmonate responses. It remains unclear whether (and how) translation-related pathways help improve transcription efficiency to modulate jasmonate signaling, which may enable plants to respond to stressful conditions effectively. Here, we demonstrate that jasmonate induces translation of the tRNA-binding protein YUELAO 1 (YL1) via a specific region in its 3′ untranslated region (3′ UTR). YL1 and its homolog YL2 redundantly stimulate jasmonate responses such as anthocyanin accumulation and root growth inhibition, with the YL1 3′ UTR being critical for YL1-promoted jasmonate responses. Once translated, YL1 acts as an activator of the MYC2 transcription factor through direct interaction, and disrupting YL1 3′ UTR impairs the YL1-mediated transcriptional activation of MYC2. YL1 enhances jasmonate responses mainly in a MYC2-dependent manner. Together, these findings reveal a translational mechanism involved in jasmonate signaling and advance our understanding of the transcriptional regulation of jasmonate signaling. The YL1 3′ UTR acts as a crucial signal transducer that integrates translational and transcriptional regulation, allowing plants to respond to jasmonate in a timely fashion.