Plasma cell‐free DNA (cfDNA) analysis to track estrogen receptor 1 ( ESR1 ) mutations is highly beneficial for the identification of tumor molecular dynamics and the improvement of personalized treatments for patients with metastatic breast cancer (MBC). Plasma‐cfDNA is, up to now, the most frequent liquid biopsy analyte used to evaluate ESR1 mutational status. Circulating tumor cell (CTC) enumeration and molecular characterization analysis provides important clinical information in patients with MBC. In this study, we investigated whether analysis of CTCs and circulating tumor DNA (ctDNA) provide similar or complementary information for the analysis of ESR1 mutations. We analyzed both plasma‐cfDNA ( n = 90) and paired CTC‐derived genomic DNA (gDNA; n = 42) from 90 MBC patients for seven ESR1 mutations. Eight out of 90 (8.9%) plasma‐cfDNA samples tested using the ddPLEX Mutation Detection Assay (Bio‐Rad, Hercules, CA, USA), were found positive for one ESR1 mutation, whereas 11/42 (26.2%) CTC‐derived gDNA samples were found positive for at least one ESR1 mutation. Direct comparison of paired samples ( n = 42) revealed that the ESR1 mutation rate was higher in CTC‐derived gDNA (11/42, 26.2%) than in plasma‐cfDNA (6/42, 14.3%) samples. Our results, using this highly sensitive ddPLEX assay, reveal a higher percentage of mutations in CTC‐derived gDNAs than in paired ctDNA in patients with MBC. CTC‐derived gDNA analysis should be further evaluated as an important and complementary tool to ctDNA for identifying patients with ESR1 mutations and for guiding individualized therapy.

Liquid biopsy enables real-time monitoring of tumor development and response to therapy through the analysis of CTCs and ctDNA. NALCN is a sodium leak channel that is frequently involved in tumor evolution and immunity and acts as a tumor suppressor. Deletion of NALCN has been shown to increase cancer metastasis and the number of CTCs in peripheral blood. In this study, we investigated for the first time NALCN promoter methylation in (a) Aza-treated cell lines (A549, TE671, BT20, and MDA-MB-468), (b) paired NSCLC tissues (n = 22), and (c) plasma cell-free DNA (ctDNA) from patients with NSCLC (early stage n = 39, metastatic n = 39) and DNA from 10 healthy donors (HD) using a newly developed highly specific and sensitive real-time MSP method. Treatment with 5′-aza-dC induced the expression of NALCN only in the A549 cell line, suggesting that DNA methylation regulates its expression in certain cancers. The mRNA expression levels of NALCN were quantified in non-small cell lung cancer (NSCLC) and adjacent non-cancerous tissues, and it was found to be underexpressed in 54.5% of tumor tissues, with significantly higher expression in recurrence-free patients (p = 0.009) than in patients who relapsed. The NALCN methylation level was not statisticallysignificantlycorrelated with the corresponding expression (p = 0.439), while Kaplan–Meier analysis showed an association between NALCN promoter hypermethylation and worse disease-free intervals (DFIs) (p = 0.017). Evaluation of NALCN methylation in ctDNA revealed that it was detected in 5.1% of early and 10.2% of advanced cases. Our results strongly suggest that epigenetic inactivation of NALCN may be a predictor of metastasis in NSCLC. Our results should be validated in further studies based on a larger patient cohort to further investigate whether DNA methylation of the NALCN promoter could serve as a potential prognostic DNA methylation biomarker and predictor of metastasis in NSCLC.