The environmental fate of per- and polyfluoroalkyl substances (PFAS) in aqueous film-forming foams (AFFFs) remains largely unknown, especially under the conditions representative of natural subsurface systems. In this study, the biotransformation of 8:2 fluorotelomer alcohol (8:2 FTOH), a component of new-generation AFFF formulations and a byproduct in fluorotelomer-based AFFFs, was investigated under nitrate-, iron-, and sulfate-reducing conditions in microcosms prepared with AFFF-impacted soils. Liquid chromatography–tandem mass spectrometry (LC–MS/MS) and high-resolution mass spectrometry (HRMS) were employed to identify biotransformation products. The biotransformation was much slower under sulfate- and iron-reducing conditions with >60 mol % of initial 8:2 FTOH remaining after ∼400 days compared to a half-life ranging from 12.5 to 36.5 days under nitrate-reducing conditions. Transformation products 8:2 fluorotelomer saturated and unsaturated carboxylic acids (8:2 FTCA and 8:2 FTUA) were detected under all redox conditions, while 7:2 secondary fluorotelomer alcohol (7:2 sFTOH) and perfluorooctanoic acid (PFOA) were only observed as transformation products under nitrate-reducing conditions. In addition, 1H-perfluoroheptane (F(CF2)6CF2H) and 3-F-7:3 acid (F(CF2)7CFHCH2COOH) were identified for the first time during 8:2 FTOH biotransformation. Comprehensive biotransformation pathways for 8:2 FTOH are presented, which highlight the importance of accounting for redox condition and the related microbial community in the assessment of PFAS transformations in natural environments.

To improve the utilization of sucrose for 2,3-butanediol (2,3-BD) production, four combinations of heterologous energy-conserving sucrose utilization pathways were introduced into Bacillus subtilis Δtet strain (a derivative from B. subtilis 168) and B. subtilis FJ-1 strain (a new isolate in our lab). Results demonstrated that the combination of cscB (encoding sucrose permease) from Escherichia coli and gtfA (encoding sucrose phosphorylase) from Streptococcus mutans showed the most remarkable enhancement for the 2,3-BD production. With sucrose and sugar cane juice as substrate, respectively, the Δtet-CEG strain (B. subtilis Δtet strain containing the energy-conserving sucrose utilization pathway as referred above) showed 36.5% and 24.7% increase in 2,3-BD production than the control Δtet strain, and the FJ-1-CEG strain also produced 23.8% and 44.5% more 2,3-BD than the control FJ-1 strain. The metabolic engineering strategy demonstrated in this study can be extensively applied to other microorganisms for reinforced production of desirable biochemicals from sucrose. Meanwhile, the newly isolated FJ-1 strain is an interesting platform strain that can be further engineered for efficient 2,3-BD production.

2,3-Butanediol (2,3-BD), especially when it exists in the chirally pure form, is a valuable chemical feedstock with numerous applications in various industries. However, in most cases, the 2,3-BD naturally produced by the microorganism is a mixture of two of the three isomers (d-2,3-BD, l-2,3-BD, and meso-2,3-BD), which has restricted applications and thus a much lower value than the chirally pure one. In this study, we report a new isolate Bacillus spp. FJ-4 strain, which can produce highly chirally pure d-2,3-BD (>99.9%) to high levels, with very high productivity and yield. The composition of the fermentation medium for the strain was sequentially optimized using statistical experimental methodologies. During a fed-batch experiment, 100.0 g/L of d-2,3-BD was produced from 226.8 g/L glucose, with a yield of 0.44 g/g (88.2% of the theoretical maximum). Acetoin was the primary byproduct, and no other byproduct such as lactate, acetate, or ethanol was detected, which would be advantageous for the downstream purification process. Moreover, no special conditions such as limited oxygen level (which generally limits the cell growth and thus final d-2,3-BD production) are required for the fermentation. These results indicated that Bacillus spp. FJ-4 is a robust workhorse for efficient d-2,3-BD production from low-value carbon sources.

Microbial transformation of per- and polyfluoroalkyl substances (PFAS), including fluorotelomer-derived PFAS, by native microbial communities in the environment has been widely documented. However, few studies have identified the key microorganisms and their roles during the PFAS biotransformation processes. This study was undertaken to gain more insight into the structure and function of soil microbial communities that are relevant to PFAS biotransformation. We collected 16S rRNA gene sequencing data from 8:2 fluorotelomer alcohol and 6:2 fluorotelomer sulfonate biotransformation studies conducted in soil microcosms under various redox conditions. Through co-occurrence network analysis, several genera, including Variovorax, Rhodococcus, and Cupriavidus, were found to likely play important roles in the biotransformation of fluorotelomers. Additionally, a metagenomic prediction approach (PICRUSt2) identified functional genes, including 6-oxocyclohex-1-ene-carbonyl-CoA hydrolase, cyclohexa-1,5-dienecarbonyl-CoA hydratase, and a fluoride-proton antiporter gene, that may be involved in defluorination. This study pioneers the application of these bioinformatics tools in the analysis of PFAS biotransformation-related sequencing data. Our findings serve as a foundational reference for investigating enzymatic mechanisms of microbial defluorination that may facilitate the development of efficient microbial consortia and/or pure microbial strains for PFAS biotransformation.

The environmental fate of per- and polyfluoroalkyl substances (PFAS) in aqueous film-forming foams (AFFFs), especially those synthesized by electrochemical fluorination (ECF) processes, remains largely unknown. This study evaluated the transformation of AFFF-derived ECF-based precursors in aerobic soil microcosms amended with a historically used AFFF formulation (3M Light Water