Proper patterning and growth of oral structures including teeth, tongue, and palate rely on epithelial–mesenchymal interactions involving coordinated regulation of signal transduction. Understanding molecular mechanisms underpinning oral–facial development will provide novel insights into the etiology of common congenital defects such as cleft palate. In this study, we report that ablating Wnt signaling in the oral epithelium blocks the formation of palatal rugae, which are a set of specialized ectodermal appendages serving as Shh signaling centers during development and niches for sensory cells and possibly neural crest related stem cells in adults. Lack of rugae is also associated with retarded anteroposterior extension of the hard palate and precocious mid-line fusion. These data implicate an obligatory role for canonical Wnt signaling in rugae development. Based on this complex phenotype, we propose that the sequential addition of rugae and its morphogen Shh, is intrinsically coupled to the elongation of the hard palate, and is critical for modulating the growth orientation of palatal shelves. In addition, we observe a unique cleft palate phenotype at the anterior end of the secondary palate, which is likely caused by the severely underdeveloped primary palate in these mutants. Last but not least, we also discover that both Wnt and Shh signalings are essential for tongue development. We provide genetic evidence that disruption of either signaling pathway results in severe microglossia. Altogether, we demonstrate a dynamic role for Wnt-β-Catenin signaling in the development of the oral apparatus.

Recent guidelines from the American Joint Committee on Cancer (AJCC) and National Comprehensive Cancer Network (NCCN) have been proposed for the assessment of "high-risk" cutaneous squamous cell carcinomas (cSCCs). Though different in perspective, both guidelines share the common goals of trying to identify "high-risk" cSCCs and improving patient outcomes. Thus, in theory, both definitions should identify a similar proportion of "high-risk" tumors. We sought to evaluate the AJCC and NCCN definitions of "high-risk" cSCCs and to assess their concordance. Methods. A retrospective review of head and neck cSCCs seen by an academic dermatology department from July 2010 to November 2011 was performed. Results. By AJCC criteria, most tumors (n = 211,82.1%) were of Stage 1; 46 tumors (13.9%) were of Stage 2. Almost all were of Stage 2 due to size alone (≥2 cm); one tumor was "upstaged" due to "high-risk features." Using the NCCN taxonomy, 231 (87%) of tumors were "high-risk." Discussion. This analysis demonstrates discordance between AJCC and NCCN definitions of "high-risk" cSCC. Few cSCCs are of Stage 2 by AJCC criteria, while most are "high-risk" by the NCCN guidelines. While the current guidelines represent significant progress, further studies are needed to generate a unified definition of "high-risk" cSCC to optimize management.

The molecular basis of disease heterogeneity in autoimmune conditions such as Pemphigus vulgaris is poorly understood. Although desmoglein 3 (Dsg3) has been well established as a primary target of immunoglobulin (Ig) autoantibodies in PV, there remain several questions regarding the overall distribution of anti-Dsg3 Ig subtypes among patient subsets and considerable controversy regarding whether an isotype switch can be observed between phases of disease activity. To systematically address the outstanding questions related to Ig-isotype specificity in PV, we analyzed IgA, IgM, IgG1, 2, 3 and 4 anti-Dsg3 levels by ELISA in 202 serum samples obtained from 92 patients with distinct clinical profiles based on a set of defined variable (activity, morphology, age, duration) and constant (HLA-type, gender, age of onset) clinical parameters, and 47 serum samples from HLA-matched and -unmatched controls. Our findings provide support for earlier studies identifying IgG4 and IgG1 as the predominant antibodies in PV with significantly higher levels in active than remittent patients. We do not see evidence for an isotype switch between phases of disease activity and remission, and both IgG4 and IgG1 subtypes remain elevated in remittent patients relative to controls. We do, however, find IgG4 to be the sole subtype that further distinguishes PV patient subgroups based on different disease morphologies, disease duration, and HLA-types. These data provide further insight into the immune mechanisms responsible for phenotypic expression of disease, and contribute to the broader effort to establish comprehensive immunoprofiles underlying disease heterogeneity to facilitate increasingly specific and individualized therapeutic interventions.

Summary Developmental exposure to diethylstilbestrol (DES) causes reproductive tract malformations, affects fertility and increases the risk of clear cell carcinoma of the vagina and cervix in humans. Previous studies on a well-established mouse DES model demonstrated that it recapitulates many features of the human syndrome, yet the underlying molecular mechanism is far from clear. Using the neonatal DES mouse model, the present study uses global transcript profiling to systematically explore early gene expression changes in individual epithelial and mesenchymal compartments of the neonatal uterus. Over 900 genes show differential expression upon DES treatment in either one or both tissue layers. Interestingly, multiple components of the Peroxisome Proliferator-Activated Receptor gamma (PPARγ)-mediated adipogenic/lipid metabolic pathway, including PPARγ itself, are targets of DES in the neonatal uterus. TEM and Oil Red O staining further demonstrate a dramatic increase in lipid deposition in the uterine epithelial cells upon DES exposure. Neonatal DES exposure also perturbs glucose homeostasis in the uterine epithelium. Some of these neonatal DES-induced metabolic changes appear to last into adulthood, suggesting a permanent effect of DES on energy metabolism in uterine epithelial cells. This study extends the list of biological processes that can be regulated by estrogen or DES, and provides a novel perspective for endocrine disruptor induced reproductive abnormalities.

Merkel cell carcinoma (MCC) is a highly aggressive cutaneous tumor of neuroendocrine origin. It is usually seen in elderly Caucasian males and occurs in sun exposed areas of the body. Diagnosis of MCC can be challenging and requires confirmation by immunohistochemical studies. It has an aggressive biological behavior with early local and distant metastasis and carries a dismal prognosis. However, metastasis of MCC to the stomach is very uncommon and rarely reported in the literature. We hereby describe a patient with gastric metastasis of MCC, who presented with upper gastrointestinal (GI) bleeding.

In this report, we present an African-American female patient who presented with haematuria to her primary care physician. The symptoms persisted and coexistent metastatic spindle cell-type melanoma of the kidney and renal cell carcinoma were discovered on further evaluation. No primary site for melanoma was identified. Despite aggressive treatment with ipilimumab, the patient's disease progressed quickly. The patient opted for palliative care and was referred to a hospice. Coexistent melanoma and renal cell carcinoma is exceedingly rare. Melanoma itself is rare in the African-American population. However, when it does present, it usually is at an advanced stage, as was the case in our patient. Since no primary tumour site for melanoma was found and the diagnosis was made after the tumour had metastasised, we think this case highlights the importance of cutaneous cancer surveillance in the non-Caucasian population. Earlier identification of melanoma in this population will help to improve outcomes.

We present the case of a 62-year-old African-American woman with medical history of hypertension and hyperlipidaemia who presented to dermatology clinic for ‘bug bites’. Skin examination showed resolving bullae on the shins and postinflammatory pigment changes. Histopathology showed eosinophilic spongiosis and direct immunofluorescence (DIF) was negative for IgG, IgM, IgA and C3. After returning to clinic with recurrent severe bullous eruptions, the patient presented with anaemia, lymphocytosis, posterior cervical lymphadenopathy and weight loss. An exuberant bite reaction in the setting of lymphoma was suspected. Further workup with haematology revealed elevated IgG level and total protein levels. Flow cytometry showed a B cell lymphoma subtype. Extensive imaging was positive for diffuse lymphadenopathy, with accompanying evidence of Ebstein-Barr virus infection. Our case highlights the importance of considering exuberant arthropod bite reaction in the setting of undiagnosed lymphoma in a patient with bullous eruption and negative DIF.

To the Editor: Peripheral T-cell lymphoma, not otherwise specified (PTCL-NOS) is a broad category of biologically and clinically heterogeneous diseases that cannot be further classified into any other existing entity of lymphoma as defined by the World Health Organization classification.1,2 It more commonly affects men with an average age of presentation of 60 years.1 It can involve the bone marrow, liver, spleen, lymph nodes, and even the skin, where it can have variety of cutaneous presentations including eczematous dermatitis, erythroderma or morbilliform drug-like eruption, and generalized folliculitis-like eruption.2 CD52 antigen is expressed in approximately 40% of PTCL-NOS,3 and alemtuzumab, a monoclonal antibody targeting CD52, has been shown to be helpful in relapsed or chemotherapy refractory PTCL-NOS.4 However, the use of monoclonal antibody therapy is not without its complications. Loss of antigen expression after the use of targeted monoclonal antibody therapy has been previously reported in the literature, and a well-reported example is loss of CD20 expression after treatment with rituximab, a chimeric anti-CD20 monoclonal antibody most widely used in the treatment of non-Hodgkin B-cell lymphomas.5–7 Review of the literature reveals only rare reports of patients with leukemia having phenotypic change after alemtuzumab therapy with loss of CD52 assessed by flow cytometry.8,9 We present an instructive case in which we identify the immunohistochemical loss of CD52 expression in a biopsy of a skin lesion in a patient with PTCL-NOS after therapy with alemtuzumab. A 68-year-old white man with medical history of diabetes mellitus, pulmonary hypertension, atrial fibrillation, hypertension, arthritis, Crohn disease, ankylosing spondylitis, Agent Orange exposure, and porphyria cutanea tarda was referred to our dermatology clinic with generalized erythroderma of the face, trunk, proximal upper extremities, and red scaly papules on all extremities. He had supraclavicular and inguinal lymphadenopathy. Previous skin biopsy by an outside dermatologist showed mild acanthosis, spongiosis with only very few epidermotropic lymphocytes along with a striking band-like infiltrate of large lymphocytes. Immunohistochemistry showed strong diffuse CD3 reactivity and an abnormal CD4:CD8 ratio in excess of 10:1. CD20 highlighted dispersed aggregates of B cells, whereas CD30 highlighted scattered reactive lymphocytes. The histologic differential diagnosis for the above microscopic findings included a primary cutaneous T-cell lymphoma, in particular, plaque stage mycosis fungoides, and secondary cutaneous involvement by a systemic T-cell lymphoma. But the clinical presentation along with lack of significant epidermotropism argued against the former diagnosis somewhat. Repeat skin biopsies showed superficial to mid-dermal large lymphocytic infiltrate with only very focal epidermotropism (Fig. 1). Immunohistochemistry showed CD3- and CD7-positive T cells with a CD4–CD8 ratio of approximately 20:1. There were scattered CD30-positive lymphocytes. The infiltrate was negative for TDT, CD34, and CD56. There were only rare TCL-1 positive cells. CD68 highlighted histiocytes and CD43, myeloperoxidase and lysozyme stain showed scattered granulocytes. These findings were consistent with a T-cell lymphoma, not otherwise specified. Positron emission tomography (PET) showed extensive lymphadenopathy and subcutaneous nodules. Subsequent lymph node biopsy showed paracortical diffuse infiltrates with effacement of the normal lymph node architecture. Neoplastic cells showed CD3, CD4, CD5, CD52, and CD25 positivity and negative for CD8. CD30 highlighted scattered immunoblasts. PAX-5, CD10, and Bcl-6 highlighted B cells and the few residual germinal centers. The tumor cells were nonreactive with CD34, ALK-1, TCL-1, TdT, and CD56. The mitotic index assessed by MIB-1 (Ki-67) was approximately 30%. Epstein–Barr virus in situ hybridization (Epstein–Barr encoding region) was negative. In addition, HTLV-I and II antibodies were negative by enzyme-linked immunosorbent assay performed on peripheral blood.FIGURE 1.: Sections show a superficial to mid dermal lymphocytic infiltrate with only very focal epidermotropism (A, H&E ×40 magnification). The lymphocytes are large. Immunohistochemistry reveals CD3-reactive T cells with a CD4:CD8 ratio of approximately 20:1. There are scattered CD30 reactive lymphocytes. The infiltrate is nonreactive for TdT, CD34, and CD56. There are only rare TCL-1 reactive cells. CD68 highlights scattered histiocytes and CD43, myeloperoxidase and lysozyme stain scattered granulocytes (B, immunohistochemistry ×10 magnification).Flow cytometric analysis of the peripheral blood demonstrated a white blood cell count of 38,200/µL with 76% of cells within the small lymphocyte region, 1% within the large mononuclear region, and 23% within the granulocyte region. Within the small lymphocyte region, there was an abnormal population of immature T-lymphocytes that coexpressed CD2, CD3, CD4, CD5, CD7, and CD45. This population represented approximately 75% of all events analyzed by CD3. The neoplastic cells did not express CD8, CD1a, or CD34. There were no B cells in the specimen, and 1% of cells express the natural killer cell antigen, CD56. Based on the combined flow cytometric and cytomorphologic data, there is an abnormal, immature population of T-lymphocytes (75% of all cells) identified. This was consistent with peripheral blood involvement by T-lymphoblastic leukemia/lymphoma. Negative TdT detected in the bone marrow flow cytometry specimen and lymph node flow cytometry specimen. TdT was first positive for the peripheral blood flow cytometry but given the findings from the bone marrow and lymph node, was repeated for the peripheral blood and was negative. The immunophenotype was most consistent with a T-cell leukemia/lymphoma, CD4-positive. Molecular cytogenetic studies of a lymph node and bone marrow included conventional cytogenetic analysis, chromosome microarray analysis, and fluorescence in situ hybridization (FISH) using T-cell lymphoma panel. Results demonstrated a very complex karyotype that was resolved by chromosome microarray analysis showing interstitial deletions of 1p36, 2p22, 9p21 (twice), 10p, terminal deletions of 10q and 17p, duplications of 10p, 10q, and 17q plus gain of chromosome 8. The deletions of 9p and 9q encompassed 6 breakpoints indicating chromothripsis or genomic instability. One of the deletions in 9p included the CDKN2A tumor suppressor gene. The terminal deletion of 17p included the P53 gene. Therefore, FISH of these 2 genes using CDKN2A and P53 probes were performed to determine minimal residual disease in follow-up studies. To rule out any translocation involving T-cell receptors, FISH of T alpha- and delta-cell receptors were performed and found negative. Because FISH of T-cell rearrangements were negative and the a-CGH revealed a very complex karyotype, FISH and chromosome microarray analyzes are highly suggestive of PTCL-NOS rather than T-PLL as reported by Gesk et al.10 Taken together, the findings present in the lymph node, bone marrow, and peripheral blood, when correlated with the clinical presentation, were most compatible with a diagnosis of PTCL-NOS. Additional testing showed lymph node reactivity for CD52 (Fig. 2), and his initial skin biopsy specimen was retrospectively stained and showed similar CD52-reactivity in a subset of the cutaneous infiltrate (Fig. 3A). Given the expression of CD52 and aforementioned history of atrial fibrillation, anthracycline-based therapy was relatively contraindicated; therefore, the patient was started on alemtuzumab monotherapy. He received 15 doses of alemtuzumab over 6 weeks. He had a complete therapeutic response in the skin and lymph nodes, as confirmed with PET. His posttreatment bone marrow biopsy showed no evidence of residual/recurrent lymphoma. Unfortunately, 3 weeks after treatment, the patient developed a morbilliform eruption on the trunk and upper arms. Repeat skin biopsy showed an atypical dermal lymphocytic infiltrate, consistent with persistence/recurrence of the malignant T-cell population, and his PET/computed tomography showed disease progression. FISH of CDKN2A and P53 probes followed by cytogenetic analysis confirmed the continued presence of the original clone along with the presence of an evolved abnormal clone consisting of CDKN2A being inserted to either the short arm of chromosome 2 or translocated onto 7p and 7q indicating again a genomic instability of this region.FIGURE 2.: Sections show lymph node involvement by PTCL-NOS (A, H&E ×600 magnification) with immunoreactivity for CD52 (B, CD52 immunostain ×600 magnification).FIGURE 3.: The initial skin biopsy was retrospectively stained and showed CD52-reactivity in a subset of the malignant cutaneous lymphocytic infiltrate (A, CD52 immunostain ×400 magnification). The posttreatment biopsy showed a diffuse lymphocytic infiltrate in the superficial and mid dermis with associated dermal hemorrhage. The lymphocytes were again large with hyperchromatic nuclei and were highlighted diffusely with CD3, CD4, and CD7. CD8 stain revealed only rare positive cells. The lymphocytes were negative for CD20 and CD56. In contrast to the initial skin biopsy, the CD52 staining is now absent (B, CD52 immunostain ×400 magnification).Consequently, the patient was started on alemtuzumab for a second course because of failure to tolerate bendamustine. However, his facial eruption worsened, and a subsequent skin biopsy revealed persistent T-cell lymphoma. But, unlike his original tumor, CD52 was now negative in the neoplastic cells (Fig. 3B). After 5 weeks, alemtuzumab was discontinued because of peripheral edema and therapeutic response was unclear. He was not a candidate for bone marrow transplant given his chronic kidney disease and pulmonary hypertension. Ultimately, he opted for comfort care and died of respiratory distress. CD52 is normally expressed on all B- and T-lymphocytes as well as monocytes.11 Alemtuzumab, a monoclonal antibody against CD52, functions by attaching to CD52 on T and B cells leading to their rapid clearance. Thus, immediately after treatment, CD52-negative cells may emerge,9,12–14 yet it is interesting that the level of CD52 antigen expression need not correlate with therapeutic response,15 and that, furthermore, resistance to alemtuzumab need not have negative CD52 expression.15 Given that the CD52 gene that encodes the CD52 glycoprotein is located in the 1p36 chromosome region, an area that was found deleted in 1 copy in the bone marrow and lymph node in our patient, it is plausible that the loss of CD52 glycoprotein during the course of the disease could have been due to a second hit involving the second gene copy. An alternative hypothesis could be the acquisition of additional genetic alterations leading to genomic instability and potential downstream changes. Another theory could be that the CD52-negative cells were present but in lesser proportion at the time of initial diagnosis, and because of selective pressure on the tumor lymphocytes, resulted in resistance to alemtuzumab.8 This latter theory could be supported by the presence of both CD52-positive lymphocytes and CD52-negative lymphocytes in our patient's initial skin biopsy. To date, the exact mechanism of disease resistance and the change in phenotype remains unknown.

A 60-year-old African-American male patient with a history of seizures, developmental delay, long history of behavioural issues with psychotic episodes, heart, liver, thyroid and kidney diseases presented for evaluation of a right neck skin lesion. Physical examination revealed a shiny purplish-red plaque on the right neck and a thin pink plaque on the posterior neck. The lesions were similar in appearance, but different enough to warrant skin biopsy of each. Pathology demonstrated mycosis fungoides (MF) on the right neck and dermatofibrosarcoma protuberans (DFSP) on the posterior neck. The identification of two rare conditions made us reconsider our diagnosis. After further review, the right neck skin lesion was thought to be anticonvulsant-induced cutaneous lymphoid hyperplasia, not MF. This case demonstrates how insufficient skin biopsy can have significant clinical consequences. Biopsy of the right neck only would have overlooked a DFSP and incorrectly given the patient a diagnosis of MF.