Neutrophil-induced oxidative stress is a mechanism of lung injury in COVID-19, and drugs with a functional thiol group ("thiol drugs"), especially cysteamine, have anti-oxidant and anti-inflammatory properties that could limit this injury. Thiol drugs may also alter the redox status of the cysteine-rich SARS-CoV-2 spike glycoprotein (SARS-2-S) and thereby disrupt ACE2 binding. Using ACE2 binding assay, reporter virus pseudotyped with SARS-CoV-2 spikes (ancestral and variants) and authentic SARS-CoV-2 (Wuhan-1), we find that multiple thiol drugs inhibit SARS-2-S binding to ACE2 and virus entry into cells. Pseudoviruses carrying variant spikes were less efficiently inhibited as compared to pseudotypes bearing an ancestral spike, but the most potent drugs still inhibited the Delta variant in the low millimolar range. IC50 values followed the order of their cystine cleavage rates and lower thiol pKa values. In hamsters infected with SARS-CoV-2, intraperitoneal (IP) cysteamine decreased neutrophilic inflammation and alveolar hemorrhage in the lungs but did not decrease viral infection, most likely because IP delivery could not achieve millimolar concentrations in the airways. These data show that thiol drugs inhibit SARS-CoV-2 infection in vitro and reduce SARS-CoV-2-related lung injury in vivo and provide strong rationale for trials of systemically delivered thiol drugs as COVID-19 treatments. We propose that antiviral effects of thiol drugs in vivo will require delivery directly to the airways to ensure millimolar drug concentrations and that thiol drugs with lower thiol pKa values are most likely to be effective.

SUMMARY The delta variant of SARS-CoV-2, B.1.617.2, emerged in India and has subsequently spread to over 80 countries. B.1.617.2 rapidly replaced B.1.1.7 as the dominant virus in the United Kingdom, resulting in a steep increase in new infections, and a similar development is expected for other countries. Effective countermeasures require information on susceptibility of B.1.617.2 to control by antibodies elicited by vaccines and used for COVID-19 therapy. We show, using pseudotyping, that B.1.617.2 evades control by antibodies induced upon infection and BNT162b2 vaccination, although with lower efficiency as compared to B.1.351. Further, we found that B.1.617.2 is resistant against Bamlanivimab, a monoclonal antibody with emergency use authorization for COVID-19 therapy. Finally, we show increased Calu-3-lung cell entry and enhanced cell-to-cell fusion of B.1.617.2, which may contribute to augmented transmissibility and pathogenicity of this variant. These results identify B.1.617.2 as an immune evasion variant with increased capacity to enter and fuse lung cells.

ABSTRACT Since the pandemic spread of SARS-CoV-2, the virus has exhibited remarkable genome stability, but recent emergence of novel variants show virus evolution potential. Here we show that SARS-CoV-2 rapidly adapts to Vero E6 cells that leads to loss of furin cleavage motif in spike protein. The adaptation is achieved by asymptotic expansion of minor virus subpopulations to dominant genotype, but wildtype sequence is maintained at low percentage in the virus swarm, and mediate reverse adaptation once the virus is passaged on human lung cells. The Vero E6-adapted virus show defected cell entry in human lung cells and the mutated spike variants cannot be processed by furin or TMPRSS2. However, the mutated S1/S2 site is cleaved by cathepsins with higher efficiency. Our data show that SARS-CoV-2 can rapidly adapt spike protein to available proteases and advocate for deep sequence surveillance to identify virus adaptation potential and novel variant emergence. Significance Statement Recently emerging SARS-CoV-2 variants B1.1.1.7 (UK), B.1.351 (South Africa) and B.1.1.248 (Brazil) harbor spike mutation and have been linked to increased virus pathogenesis. The emergence of these novel variants highlight coronavirus adaptation and evolution potential, despite the stable consensus genotype of clinical isolates. We show that subdominant variants maintained in the virus population enable the virus to rapidly adapt upon selection pressure. Although these adaptations lead to genotype change, the change is not absolute and genome with original genotype are maintained in virus swarm. Thus, our results imply that the relative stability of SARS-CoV-2 in numerous independent clinical isolates belies its potential for rapid adaptation to new conditions.

SUMMARY Transmission of SARS-CoV-2 from humans to farmed mink was observed in Europe and the US. In the infected animals viral variants arose that harbored mutations in the spike (S) protein, the target of neutralizing antibodies, and these variants were transmitted back to humans. This raised concerns that mink might become a constant source of human infection with SARS-CoV-2 variants associated with an increased threat to human health and resulted in mass culling of mink. Here, we report that mutations frequently found in the S proteins of SARS-CoV-2 from mink were mostly compatible with efficient entry into human cells and its inhibition by soluble ACE2. In contrast, mutation Y453F reduced neutralization by an antibody with emergency use authorization for COVID-19 therapy and by sera/plasma from COVID-19 patients. These results suggest that antibody responses induced upon infection or certain antibodies used for treatment might offer insufficient protection against SARS-CoV-2 variants from mink.

Summary The interactions between severe acute respiratory syndrome-related coronavirus 2 (SARS-CoV-2) and human host factors enable the virus to propagate infections that lead to COVID-19. The spike protein is the largest structural component of the virus and mediates interactions essential for infection, including with the primary ACE2 receptor. We performed two independent cell-based systematic screens to determine whether there are additional proteins by which the spike protein of SARS-CoV-2 can interact with human cells. We discovered that in addition to ACE2, expression of LRRC15 also causes spike protein binding. This interaction is distinct from other known spike attachment mechanisms such as heparan sulfates or lectin receptors. Measurements of orthologous coronavirus spike proteins implied the interaction was restricted to SARS-CoV-2, suggesting LRRC15 represents a novel class of spike binding interaction. We localized the interaction to the C-terminus of the S1 domain, and showed that LRRC15 shares recognition of the ACE2 receptor binding domain. From analyzing proteomics and single-cell transcriptomics, we identify LRRC15 expression as being common in human lung vasculature cells and fibroblasts. Although infection assays demonstrated that LRRC15 alone is not sufficient to permit viral entry, we present evidence it can modulate infection of human cells. This unexpected interaction merits further investigation to determine how SARS-CoV-2 exploits host LRRC15 and whether it could account for any of the distinctive features of COVID-19. In brief We present evidence from genome-wide screening that the spike protein of SARS-CoV-2 interacts with human cells expressing LRRC15. The interaction is distinct from previously known classes of spike attachment factors, and appears to have emerged recently within the coronavirus family. Although not sufficient for cell invasion, this interaction can modulate viral infection. Our data point to an unappreciated host factor for SARS-CoV-2, with potential relevance to COVID-19. Highlights - Two systematic cell-based screens for SARS-CoV-2 spike protein binding identify LRRC15 as a human host factor - Interaction with LRRC15 is reproducible in different human cell lines and independent of known glycan or ACE2 binding pathways - The C-terminal S1 domain of SARS-CoV-2 spike binds LRRC15 with sub-micromolar affinity, while related coronavirus spikes do not - LRRC15 is expressed in tissues with high ACE2 levels and may modulate infection

The host cell serine protease TMPRSS2 is an attractive therapeutic target for COVID-19 drug discovery. This protease activates the Spike protein of Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 (SARS-CoV-2) and of other coronaviruses and is essential for viral spread in the lung. Utilizing rational structure-based drug design (SBDD) coupled to substrate specificity screening of TMPRSS2, we have discovered a novel class of small molecule ketobenzothiazole TMPRSS2 inhibitors with significantly improved activity over existing irreversible inhibitors Camostat and Nafamostat. Lead compound MM3122 ( 4 ) has an IC 50 of 340 pM against recombinant full-length TMPRSS2 protein, an EC 50 of 430 pM in blocking host cell entry into Calu-3 human lung epithelial cells of a newly developed VSV SARS-CoV-2 chimeric virus, and an EC 50 of 74 nM in inhibiting cytopathic effects induced by SARS-CoV-2 virus in Calu-3 cells. Further, MM3122 blocks Middle East Respiratory Syndrome Coronavirus (MERS-CoV) cell entry with an EC 50 of 870 pM. MM3122 has excellent metabolic stability, safety, and pharmacokinetics in mice with a half-life of 8.6 hours in plasma and 7.5 h in lung tissue, making it suitable for in vivo efficacy evaluation and a promising drug candidate for COVID-19 treatment.

Abstract The highly mutated SARS-CoV-2 BA.2.87.1 lineage was recently detected in South Africa, but its transmissibility is unknown. Here, we report that BA.2.87.1 efficiently enters human cells but is more sensitive to antibody-mediated neutralization than the currently dominating JN.1 variant. Acquisition of adaptive mutations might thus be needed for high transmissibility.

Abstract The COVID-19 pandemic remains a global health threat and novel antiviral strategies are urgently needed. SARS-CoV-2 employs the cellular serine protease TMPRSS2 for entry into lung cells and TMPRSS2 inhibitors are being developed for COVID-19 therapy. However, the SARS-CoV-2 Omicron variant, which currently dominates the pandemic, prefers the endo/lysosomal cysteine protease cathepsin L over TMPRSS2 for cell entry, raising doubts whether TMPRSS2 inhibitors would be suitable for treatment of patients infected with the Omicron variant. Nevertheless, the contribution of TMPRSS2 to spread of SARS-CoV-2 in the infected host is largely unclear. Here, we show that loss of TMPRSS2 strongly reduced the replication of the Beta variant in nose, trachea and lung of C57BL mice and protected the animals from weight loss and disease. Infection of mice with the Omicron variant did not cause disease, as expected, but again TMPRSS2 was essential for efficient viral spread in the upper and lower respiratory tract. These results identify a key role of TMPRSS2 in SARS-CoV-2 Beta and Omicron infection and highlight TMPRSS2 as an attractive target for antiviral intervention.

Abstract Several effective SARS-CoV-2 vaccines are currently in use, but in the light of waning immunity and the emergence of novel variants, effective boost modalities are needed in order to maintain or even increase immunity. Here we report that intranasal vaccinations with adenovirus 5 and 19a vectored vaccines following a systemic DNA or mRNA priming result in strong systemic and mucosal immunity in mice. In contrast to two intramuscular injections with an mRNA vaccine, the mucosal boost with adenoviral vectors induced high levels of IgA and tissue-resident memory T cells in the respiratory tract. Mucosal neutralization of virus variants of concern was also enhanced by the intranasal boosts. Importantly, priming with mRNA provoked a more comprehensive T cell response consisting of circulating and tissue-resident memory T cells after the boost, while a DNA priming induced mostly mucosal T cells. Concomitantly, the intranasal boost strategies provided protection against symptomatic disease. Therefore, a mucosal booster immunization after mRNA priming is a promising approach to establish mucosal immunity in addition to systemic responses.

Abstract The NADPH/NADP + redox couple is central to metabolism and redox signalling. NADP redox state is differentially regulated by distinct enzymatic machineries at the subcellular compartment level. Nonetheless, a detailed understanding of subcellular NADP redox dynamics is limited by the availability of appropriate tools. Here, we introduce NAPstars, a family of genetically encoded, fluorescent protein-based NADP redox state biosensors. NAPstars offer real-time, specific, pH-resistant measurements, across a broad-range of NADP redox states, with subcellular resolution. We establish NAPstar measurements in yeast, plants and mammalian cell models, revealing a conserved robustness of cytosolic NADP redox homeostasis. NAPstars uncovered NADP redox oscillations linked to the cell cycle in yeast and illumination- and hypoxia-dependent NADP redox changes in plant leaves. By selectively impairing the glutathione and thioredoxin anti-oxidative pathways under acute oxidative challenge, NAPstars demonstrated an unexpected role for the glutathione system as the primary mediator of anti-oxidative electron flux that is conserved across eukaryotic kingdoms.