Abstract Background Representing biological networks as graphs is a powerful approach to reveal underlying patterns, signatures, and critical components from high-throughput biomolecular data. However, graphs do not natively capture the multi-way relationships present among genes and proteins in biological systems. Hypergraphs are generalizations of graphs that naturally model multi-way relationships and have shown promise in modeling systems such as protein complexes and metabolic reactions. In this paper we seek to understand how hypergraphs can more faithfully identify, and potentially predict, important genes based on complex relationships inferred from genomic expression data sets. Results We compiled a novel data set of transcriptional host response to pathogenic viral infections and formulated relationships between genes as a hypergraph where hyperedges represent significantly perturbed genes, and vertices represent individual biological samples with specific experimental conditions. We find that hypergraph betweenness centrality is a superior method for identification of genes important to viral response when compared with graph centrality. Conclusions Our results demonstrate the utility of using hypergraphs to represent complex biological systems and highlight central important responses in common to a variety of highly pathogenic viruses.

We engineered three SARS-CoV-2 viruses containing key spike mutations from the newly emerged United Kingdom (UK) and South African (SA) variants: N501Y from UK and SA; 69/70-deletion+N501Y+D614G from UK; and E484K+N501Y+D614G from SA. Neutralization geometric mean titers (GMTs) of twenty BTN162b2 vaccine-elicited human sera against the three mutant viruses were 0.81- to 1.46-fold of the GMTs against parental virus, indicating small effects of these mutations on neutralization by sera elicited by two BNT162b2 doses.

Abstract A high-throughput platform would greatly facilitate COVID-19 serological testing and antiviral screening. Here we report a nanoluciferase SARS-CoV-2 (SARS-CoV-2-Nluc) that is genetically stable and replicates similarly to the wild-type virus in cell culture. We demonstrate that the optimized reporter virus assay in Vero E6 cells can be used to measure neutralizing antibody activity in patient sera and produces results in concordance with a plaque reduction neutralization test (PRNT). Compared with the low-throughput PRNT (3 days), the SARS-CoV-2-Nluc assay has substantially shorter turnaround time (5 hours) with a high-throughput testing capacity. Thus, the assay can be readily deployed for large-scale vaccine evaluation and neutralizing antibody testing in humans. Additionally, we developed a high-throughput antiviral assay using SARS-CoV-2-Nluc infection of A549 cells expressing human ACE2 receptor (A549-hACE2). When tested against this reporter virus, remdesivir exhibited substantially more potent activity in A549-hACE2 cells compared to Vero E6 cells (EC 50 0.115 vs 1.28 μM), while this difference was not observed for chloroquine (EC 50 1.32 vs 3.52 μM), underscoring the importance of selecting appropriate cells for antiviral testing. Using the optimized SARS-CoV-2-Nluc assay, we evaluated a collection of approved and investigational antivirals and other anti-infective drugs. Nelfinavir, rupintrivir, and cobicistat were identified as the most selective inhibitors of SARS-CoV-2-Nluc (EC 50 0.77 to 2.74 μM). In contrast, most of the clinically approved antivirals, including tenofovir alafenamide, emtricitabine, sofosbuvir, ledipasvir, and velpatasvir were inactive at concentrations up to 10 μM. Collectively, this high-throughput platform represents a reliable tool for rapid neutralization testing and antiviral screening for SARS-CoV-2.

The emergence of SARS-CoV-2 has resulted in a worldwide pandemic causing significant damage to public health and the economy. Efforts to understand the mechanisms of COVID-19 disease have been hampered by the lack of robust mouse models. To overcome this barrier, we utilized a reverse genetic system to generate a mouse-adapted strain of SARS-CoV-2. Incorporating key mutations found in SARSCoV-2 variants, this model recapitulates critical elements of human infection including viral replication in the lung, immune cell infiltration, and significant in vivo disease. Importantly, mouse-adaptation of SARS-CoV-2 does not impair replication in human airway cells and maintains antigenicity similar to human SARS-CoV-2 strains. Utilizing this model, we demonstrate that SARS-CoV-2 infected mice are protected from lethal challenge with the original SARS-CoV, suggesting immunity from heterologous CoV strains. Together, the results highlight the utility of this mouse model for further study of SARS-CoV-2 infection and disease.

Abstract Using incipient lines of the Collaborative Cross (CC), a murine genetic reference population, we previously identified a quantitative trait loci (QTL) associated with low SARS-CoV titer. In this study, we integrated sequence information and RNA expression of genes within the QTL to identify mucin 4 ( Muc4 ) as a high priority candidate for controlling SARS-CoV titer in the lung. To test this hypothesis, we infected Muc4 -/- mice and found that female, but not male, Muc4 -/- mice developed more weight loss and disease following infection with SARS-CoV. Female Muc4 -/- mice also had more difficulty breathing despite reduced lung pathology; however, no change in viral titers was observed. Comparing across viral families, studies with chikungunya virus, a mosquito-borne arthralgic virus, suggests that Muc4’s impact on viral pathogenesis may be widespread. Although not confirming the original titer QTL, our data identifies a role for Muc4 in the SARS-CoV disease and viral pathogenesis. Importance Given the recent emergence of SARS-CoV-2, this work suggest that Muc4 expression plays a protective role in female mice not conserved in male mice following SARS-CoV infection. With the SARS-CoV-2 outbreak continuing, treatments that modulate or enhance Muc4 activity may provide an avenue for treatment and improved outcomes. In addition, the work highlights the importance of studying host factors including host genetics and biological sex as key parameters influencing infection and disease outcomes.

While SARS-CoV-2 continues to adapt for human infection and transmission, genetic variation outside of the spike gene remains largely unexplored. This study investigates a highly variable region at residues 203-205 in the SARS-CoV-2 nucleocapsid protein. Recreating a mutation found in the alpha and omicron variants in an early pandemic (WA-1) background, we find that the R203K+G204R mutation is sufficient to enhance replication, fitness, and pathogenesis of SARS-CoV-2. The R203K+G204R mutant corresponds with increased viral RNA and protein both in vitro and in vivo . Importantly, the R203K+G204R mutation increases nucleocapsid phosphorylation and confers resistance to inhibition of the GSK-3 kinase, providing a molecular basis for increased virus replication. Notably, analogous alanine substitutions at positions 203+204 also increase SARS-CoV-2 replication and augment phosphorylation, suggesting that infection is enhanced through ablation of the ancestral 'RG' motif. Overall, these results demonstrate that variant mutations outside spike are key components in SARS-CoV-2's continued adaptation to human infection.Since its emergence, SARS-CoV-2 has continued to adapt for human infection resulting in the emergence of variants with unique genetic profiles. Most studies of genetic variation have focused on spike, the target of currently available vaccines, leaving the importance of variation elsewhere understudied. Here, we characterize a highly variable motif at residues 203-205 in nucleocapsid. Recreating the prominent nucleocapsid R203K+G204R mutation in an early pandemic background, we show that this mutation is alone sufficient to enhance SARS-CoV-2 replication and pathogenesis. We also link augmentation of SARS-CoV-2 infection by the R203K+G204R mutation to its modulation of nucleocapsid phosphorylation. Finally, we characterize an analogous alanine double substitution at positions 203-204. This mutant was found to mimic R203K+G204R, suggesting augmentation of infection occurs by disrupting the ancestral sequence. Together, our findings illustrate that mutations outside of spike are key components of SARS-CoV-2's adaptation to human infection.

Severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) is responsible for the COVID-19 pandemic. Neutralizing antibodies target the receptor binding domain of the spike (S) protein, a focus of successful vaccine efforts. Concerns have arisen that S-specific vaccine immunity may fail to neutralize emerging variants. We show that vaccination with HAd5 expressing the nucleocapsid (N) protein can establish protective immunity, defined by reduced weight loss and viral load, in both Syrian hamsters and k18-hACE2 mice. Challenge of vaccinated mice was associated with rapid N-specific T cell recall responses in the respiratory mucosa. This study supports the rationale for including additional viral antigens, even if they are not a target of neutralizing antibodies, to broaden epitope coverage and immune effector mechanisms.

Abstract There is a great need for the development of vaccines for preventing SARS-CoV-2 infection and mitigating the COVID-19 pandemic. Here, we developed two modified vaccinia Ankara (MVA) based vaccines which express either a membrane anchored full-length spike protein (MVA/S) stabilized in a prefusion state or the S1 region of the spike (MVA/S1) which forms trimers and is secreted. Both immunogens contained the receptor-binding domain (RBD) which is a known target of antibody-mediated neutralization. Following immunizations with MVA/S or MVA/S1, both spike protein recombinants induced strong IgG antibodies to purified full-length SARS-CoV-2 spike protein. The MVA/S induced a robust antibody response to purified RBD, S1 and S2 whereas MVA/S1 induced an antibody response to the S1 region outside of the RBD region. Both vaccines induced an antibody response in the lung and that was associated with induction of bronchus-associated lymphoid tissue. MVA/S but not MVA/S1 vaccinated mice generated robust neutralizing antibody responses against SARS-CoV-2 that strongly correlated with RBD antibody binding titers. Mechanistically, S1 binding to ACE-2 was strong but reduced following prolonged pre-incubation at room temperature suggesting confirmation changes in RBD with time. These results demonstrate MVA/S is a potential vaccine candidate against SARS-CoV-2 infection.

SARS-CoV-2 has caused a historic pandemic of respiratory disease (COVID-19) and current evidence suggests severe disease is associated with dysregulated immunity within the respiratory tract. However, the innate immune mechanisms that mediate protection during COVID-19 are not well defined. Here we characterize a mouse model of SARS-CoV-2 infection and find that early CCR2-dependent infiltration of monocytes restricts viral burden in the lung. We find that a recently developed mouse-adapted MA-SARS-CoV-2 strain, as well as the emerging B. 1.351 variant, trigger an inflammatory response in the lung characterized by expression of pro-inflammatory cytokines and interferon-stimulated genes. scRNA-seq analysis of lung homogenates identified a hyper-inflammatory monocyte profile. Using intravital antibody labeling, we demonstrate that MA-SARS-CoV-2 infection leads to increases in circulating monocytes and an influx of CD45+ cells into the lung parenchyma that is dominated by monocyte-derived cells. We utilize this model to demonstrate that mechanistically, CCR2 signaling promotes infiltration of classical monocytes into the lung and expansion of monocyte-derived cells. Parenchymal monocyte-derived cells appear to play a protective role against MA-SARS-CoV-2, as mice lacking CCR2 showed higher viral loads in the lungs, increased lung viral dissemination, and elevated inflammatory cytokine responses. These studies have identified a CCR2-monocyte axis that is critical for promoting viral control and restricting inflammation within the respiratory tract during SARS-CoV-2 infection.

High-throughput genomics of SARS-CoV-2 is essential to characterize virus evolution and to identify adaptations that affect pathogenicity or transmission. While single-nucleotide variations (SNVs) are commonly considered as driving virus adaption, RNA recombination events that delete or insert nucleic acid sequences are also critical. Whole genome targeting sequencing of SARS-CoV-2 is typically achieved using pairs of primers to generate cDNA amplicons suitable for Next-Generation Sequencing (NGS). However, paired-primer approaches impose constraints on where primers can be designed, how many amplicons are synthesized and requires multiple PCR reactions with non-overlapping primer pools. This imparts sensitivity to underlying SNVs and fails to resolve RNA recombination junctions that are not flanked by primer pairs. To address these limitations, we have designed an approach called 'Tiled-ClickSeq', which uses hundreds of tiled-primers spaced evenly along the virus genome in a single reverse-transcription reaction. The other end of the cDNA amplicon is generated by azido-nucleotides that stochastically terminate cDNA synthesis, removing the need for a paired-primer. A sequencing adaptor containing a Unique Molecular Identifier (UMI) is appended to the cDNA fragment using click-chemistry and a PCR reaction generates a final NGS library. Tiled-ClickSeq provides complete genome coverage, including the 5'UTR, at high depth and specificity to the virus on both Illumina and Nanopore NGS platforms. Here, we analyze multiple SARS-CoV-2 isolates and clinical samples to simultaneously characterize minority variants, sub-genomic mRNAs (sgmRNAs), structural variants (SVs) and D-RNAs. Tiled-ClickSeq therefore provides a convenient and robust platform for SARS-CoV-2 genomics that captures the full range of RNA species in a single, simple assay.