LY-CoV555, a SARS-CoV-2 spike protein–specific antibody, neutralizes SARS-CoV-2 and protects the airways of nonhuman primates against infection.

To investigate the humoral and cellular immune response to messenger RNA (mRNA) COVID-19 vaccines in patients with immune-mediated inflammatory diseases (IMIDs) on immunomodulatory treatment.

Abstract Highly transmissible SARS-CoV-2 variants recently identified in India designated B.1.617 and B.1.618 have mutations within the spike protein that may contribute to their increased transmissibility and that could potentially result in re-infection or resistance to vaccine-elicited antibody. B.1.617 encodes a spike protein with mutations L452R, E484Q, D614G and P681R while the B.1.618 spike has mutations Δ145-146, E484K and D614G. We generated lentiviruses pseudotyped by the variant proteins and determined their resistance to neutralization by convalescent sera, vaccine-elicited antibodies and therapeutic monoclonal antibodies. Viruses with B.1.617 and B.1.618 spike were neutralized with a 2-5-fold decrease in titer by convalescent sera and vaccine-elicited antibodies. The E484Q and E484K versions were neutralized with a 2-4-fold decrease in titer. Virus with the B.1.617 spike protein was neutralized with a 4.7-fold decrease in titer by the Regeneron monoclonal antibody cocktail as a result of the L452R mutation. The modest neutralization resistance of the variant spike proteins to vaccine elicited antibody suggests that current vaccines will remain protective against the B.1.617 and B.1.618 variants.

Abstract The SARS-CoV-2 lambda variant (lineage C.37) was designated by the World Health Organization as a variant of interest and is currently increasing in prevalence in South American and other countries. The lambda spike protein contains novel mutations within the receptor binding domain (L452Q and F490S) that may contribute to its increased transmissibility and could result in susceptibility to re-infection or a reduction in protection provided by current vaccines. In this study, the infectivity and susceptibility of viruses with the lambda variant spike protein to neutralization by convalescent sera and vaccine-elicited antibodies was tested. Virus with the lambda spike had higher infectivity and was neutralized by convalescent sera and vaccine-elicited antibodies with a relatively minor 2.3-3.3-fold decrease in titer on average. The virus was neutralized by the Regeneron therapeutic monoclonal antibody cocktail with no loss of titer. The results suggest that vaccines in current use will remain protective against the lambda variant and that monoclonal antibody therapy will remain effective.

DNA sequence analysis recently identified the novel SARS-CoV-2 variant B.1.526 that is spreading at an alarming rate in the New York City area. Two versions of the variant were identified, both with the prevalent D614G mutation in the spike protein together with four novel point mutations and with an E484K or S477N mutation in the receptor binding domain, raising concerns of possible resistance to vaccine-elicited and therapeutic antibodies. We report that convalescent sera and vaccine-elicited antibodies retain full neutralizing titer against the S477N B.1.526 variant and neutralize the E484K version with a modest 3.5-fold decrease in titer as compared to D614G. The E484K version was neutralized with a 12-fold decrease in titer by the REGN10933 monoclonal antibody but the combination cocktail with REGN10987 was fully active. The findings suggest that current vaccines and therapeutic monoclonal antibodies will remain protective against the B.1.526 variants. The findings further support the value of wide-spread vaccination.

Abstract Recently identified SARS-CoV-2 variants Mu and C.1.2 have mutations in the receptor binding domain and N- and C-terminal domains that might confer resistance to natural and vaccine-elicited antibody. Analysis with pseudotyped lentiviruses showed that viruses with the Mu and C.1.2 spike proteins were partially resistant to neutralization by antibodies in convalescent sera and those elicited by mRNA and adenoviral vector-based vaccine-elicited antibodies. Virus with the C.1.2 variant spike, which is heavily mutated, was more neutralization-resistant than that of any of variants of concern. The resistance of the C.1.2 spike was caused by a combination of the RBD mutations N501Y, Y449H and E484K and the NTD mutations. Although Mu and C.1.2 were partially resistant to neutralizing antibody, neutralizing titers elicited by mRNA vaccination remained above what is found in convalescent sera and thus are likely to remain protective against severe disease. The neutralizing titers of sera from infection-experienced BNT162b2-vaccinated individuals, those with a history of previous SARS-CoV-2 infection, were as much as 15-fold higher than those of vaccinated individuals without previous infection and effectively neutralized all of the variants. The findings demonstrate that individuals can raise a broadly neutralizing humoral response by generating a polyclonal response to multiple spike protein epitopes that should protect against current and future variants.

Summary Currently authorized vaccines for SARS-CoV-2 have been highly successful in preventing infection and lessening disease severity. The vaccines maintain effectiveness against SARS-CoV-2 Variants of Concern but the heavily mutated, highly transmissible Omicron variant poses an obstacle both to vaccine protection and monoclonal antibody therapies. Analysis of the neutralization of Omicron spike protein-pseudotyped lentiviruses showed a 26-fold relative resistance (compared to D614G) to neutralization by convalescent sera and 26-34-fold resistance to Pfizer BNT162b2 and Moderna vaccine-elicited antibodies following two immunizations. A booster immunization increased neutralizing titers against Omicron by 6-8-fold. Previous SARS-CoV-2 infection followed by vaccination resulted in the highest neutralizing titers against Omicron. Regeneron REGN10933 and REGN10987, and Lilly LY-CoV555 and LY-CoV016 monoclonal antibodies were ineffective against Omicron, while Sotrovimab was partially effective. The results highlight the benefit of a booster immunization in providing protection against Omicron but demonstrate the challenge to monoclonal antibody therapies.

Abstract Understanding antibody responses to SARS-CoV-2 is indispensable for the development of containment measures to overcome the current COVID-19 pandemic. Here, we determine the ability of sera from 101 recovered healthcare workers to neutralize both authentic SARS-CoV-2 and SARS-CoV-2 pseudotyped virus and address their antibody titers against SARS-CoV-2 nucleoprotein and spike receptor-binding domain. Interestingly, the majority of individuals have low neutralization capacity and only 6% of the healthcare workers showed high neutralizing titers against both authentic SARS-CoV-2 virus and the pseudotyped virus. We found the antibody response to SARS-CoV-2 infection generates antigen-specific isotypes as well as a diverse combination of antibody isotypes, with high titers of IgG, IgM and IgA against both antigens correlating with neutralization capacity. Importantly, we found that neutralization correlated with antibody titers as quantified by ELISA. This suggests that an ELISA assay can be used to determine seroneutralization potential. Altogether, our work provides a snapshot of the SARS-CoV-2 neutralizing antibody response in recovered healthcare workers and provides evidence that possessing multiple antibody isotypes may play an important role in SARS-CoV-2 neutralization.

The human immune response to SARS-CoV-2 antigen after infection or vaccination is defined by the durable production of antibodies and T cells. Population-based monitoring typically focuses on antibody titer, but there is a need for improved characterization and quantification of T cell responses. Here, we utilize multimodal sequencing technologies to perform a longitudinal analysis of circulating human leukocytes collected before and after BNT162b2 immunization. Our data reveal distinct subpopulations of CD8 + T cells which reliably appear 28 days after prime vaccination (7 days post boost). Using a suite of cross-modality integration tools, we define their transcriptome, accessible chromatin landscape, and immunophenotype, and identify unique biomarkers within each modality. By leveraging DNA-oligo-tagged peptide-MHC multimers and T cell receptor sequencing, we demonstrate that this vaccine-induced population is SARS-CoV-2 antigen-specific and capable of rapid clonal expansion. Moreover, we also identify these CD8 + populations in scRNA-seq datasets from COVID-19 patients and find that their relative frequency and differentiation outcomes are predictive of subsequent clinical outcomes. Our work contributes to our understanding of T cell immunity, and highlights the potential for integrative and multimodal analysis to characterize rare cell populations.

ABSTRACT High error rates of viral RNA-dependent RNA polymerases lead to diverse intra-host viral populations during infection. Errors made during replication that are not strongly deleterious to the virus can lead to the generation of minority variants. However, accurate detection of minority variants in viral sequence data is complicated by errors introduced during sample preparation and data analysis. We used synthetic RNA controls and simulated data to test seven variant calling tools across a range of allele frequencies and simulated coverages. We show that choice of variant caller, and use of replicate sequencing have the most significant impact on single nucleotide variant (SNV) discovery and demonstrate how both allele frequency and coverage thresholds impact both false discovery and false negative rates. We use these parameters to find minority variants in sequencing data from SARS-CoV-2 clinical specimens and provide guidance for studies of intrahost viral diversity using either single replicate data or data from technical replicates. Our study provides a framework for rigorous assessment of technical factors that impact SNV identification in viral samples and establishes heuristics that will inform and improve future studies of intrahost variation, viral diversity, and viral evolution. IMPORTANCE When viruses replicate inside a host, the virus replication machinery makes mistakes. Over time, these mistakes create mutations that result in a diverse population of viruses inside the host. Mutations that are neither lethal to the virus, nor strongly beneficial, can lead to minority variants that are minor members of the virus population. However, preparing samples for sequencing can also introduce errors that resemble minority variants, resulting in inclusion of false positive data if not filtered correctly. In this study, we aimed to determine the best methods for identification and quantification of these minority variants by testing the performance of seven commonly used variant calling tools. We used simulated and synthetic data to test their performance against a true set of variants, and then used these studies to inform variant identification in data from clinical SARS-CoV-2 clinical specimens. Together, analyses of our data provide extensive guidance for future studies of viral diversity and evolution.