Abstract The nucleotide-binding domain and leucine-rich-repeat (LRR) containing protein 3 with a pyrin domain (NLRP3) is emerging to be a critical intracellular inflammasome sensor of membrane integrity and a highly important clinical target against chronic inflammation. Here we report that the endogenous, stimulus-responsive form of full-length NLRP3 is a 12-16 mer double ring cage held together by LRR-LRR interactions with the pyrin domains shielded within the assembly to avoid premature activation. Surprisingly, this NLRP3 form is predominantly membrane localized, which is consistent with previously noted localization of NLRP3 at various membrane organelles. Structure-guided mutagenesis reveals that trans-Golgi network dispersion into vesicles, an early event observed for all NLRP3 activating stimuli, requires the double ring cages of NLRP3. Double ring-defective NLRP3 mutants further abolish inflammasome punctum formation, caspase-1 processing and cell death. Thus, unlike other inflammasome sensors that are monomeric when inactive, our data uncover a unique NLRP3 oligomer on membrane that is poised to sense diverse signals to induce inflammasome activation.

Abstract G protein coupled receptors (GPCRs) are the largest superfamily of transmembrane proteins and the targets of over 30% of currently marketed pharmaceuticals 1,2 . Although several structures have been solved for GPCR-G protein complexes 3–17 , structural studies of the complex in a physiological lipid membrane environment are lacking. Additionally, most previous studies required additional antibodies/nanobodies and/or engineered G proteins for complex stabilization. In the absence of a native complex structure, the underlying mechanism of G protein activation leading to GDP/GTP exchange remains unclear. Here, we report cryo-EM structures of lipid bilayer-bound complexes of neurotensin, neurotensin receptor 1, and Gα i1 β 1 γ 1 protein in two conformational states, resolved to 4.1 and 4.2 Å resolution. The structures were determined without any stabilizing antibodies/nanobodies, and thus provide a native-like platform for understanding the structural basis of GPCR-G protein complex formation. Our structures reveal an extended network of protein-protein interactions at the GPCR-G protein interface compared to in detergent micelles, defining roles for the lipid membrane in modulating the structure and dynamics of complex formation, and providing a molecular explanation for the stronger interaction between GPCR and G protein in lipid bilayers. We propose a detailed allosteric mechanism for GDP release, providing new insights into the activation of G proteins for downstream signaling under near native conditions.

Abstract NLRP1 is a cytosolic inflammasome sensor that mediates activation of caspase-1, which in turn induces cytokine maturation and pyroptotic cell death 1-6 . Gain-of-function NLPR1 mutations cause skin inflammatory diseases including carcinoma, keratosis, and papillomatosis 7-14 . NLRP1 contains a unique function-to-find domain (FIIND) that autoproteolyzes into noncovalently associated subdomains 15-18 . Proteasomal degradation of the autoinhibitory N-terminal fragment (NT) activates NLRP1 by releasing the inflammatory C-terminal fragment (CT) 19,20 . Cytosolic dipeptidyl peptidases 8 and 9 (DPP8/9) interact with NLRP1, and small-molecule DPP8/9 inhibitors activate NLRP1 by poorly characterized mechanisms 11,19,21 . Here, we report cryo-EM structures of the human NLRP1-DPP9 complex, alone and in complex with the DPP8/9 inhibitor Val-boroPro (VbP). Surprisingly, the NLRP1-DPP9 complex is a ternary complex comprised of DPP9, one intact FIIND of a non-degraded full-length NLRP1 (NLRP1-FL) and one NLRP1-CT freed by NT degradation. The N-terminus of the NLRP1-CT unfolds and inserts into the DPP9 active site but is not cleaved by DPP9, and this binding is disrupted by VbP. Structure-based mutagenesis reveals that the binding of NLRP1-CT to DPP9 requires NLRP1-FL and vice versa, and inflammasome activation by ectopic NLRP1-CT expression is rescued by co-expressing autoproteolysis-deficient NLRP1-FL. Collectively, these data indicate that DPP9 functions as a “bomb-diffuser” to prevent NLRP1-CTs from inducing inflammation during homeostatic protein turnover.

NLRP1 and CARD8 are related cytosolic sensors that upon activation form supramolecular signalling complexes known as canonical inflammasomes, resulting in caspase-1 activation, cytokine maturation and/or pyroptotic cell death. NLRP1 and CARD8 use their C-terminal (CT) fragments containing a caspase recruitment domain (CARD) and the UPA subdomain of a function-to-find domain (FIIND) for self-oligomerization and recruitment of the inflammasome adaptor ASC and/or caspase-1. Here, we report cryo-EM structures of NLRP1-CT and CARD8-CT assemblies, in which the respective CARDs form central helical filaments that are promoted by oligomerized, but flexibly linked UPAs surrounding the filaments. We discover that subunits in the central NLRP1 CARD filament dimerize with additional exterior CARDs, which roughly doubles its thickness and is unique among all known CARD filaments. The thick NLRP1 filament only forms with the presence of UPA, which we hypothesize drives the intrinsic propensity for NLRP1 CARD dimerization. Structural analyses provide insights on the requirement of ASC for NLRP1-CT signalling and the contrasting direct recruitment of caspase-1 by CARD8-CT. Additionally, we present a low-resolution 4 ASC CARD –4 caspase-1 CARD octamer structure, illustrating that ASC uses opposing surfaces for NLRP1, versus caspase-1, recruitment. These structures capture the architecture and specificity of CARD inflammasome polymerization in NLRP1 and CARD8.

Natural killer cells (NK) are a first line of immune defense to eliminate infected, transformed and stressed cells by releasing cytotoxic granules 1 . NK activation is controlled by the balance of signals transmitted by activating and inhibitory receptors but activating receptor engagement is required to trigger cytotoxicity. The activating receptor NKp46, encoded by the NCR1 gene, is expressed by virtually all NK cells and is the most evolutionarily ancient NK receptor. NKp46 plays a major role in NK recognition of cancer cells, since NKp46 blocking antibodies potently inhibit NK killing of many cancer targets 2,3 . Although a few viral, fungal and soluble host ligands 4 have been identified, the endogenous cell-surface ligand of this important activating NK receptor is unknown. Here we show that NKp46 recognizes and is activated by the P-domain of externalized calreticulin (ecto-CRT). CRT, normally localized to the ER, translocates to the cell surface during ER stress and is a hallmark of chemotherapy-treated dying cancer cells that induce an immune response (immunogenic cell death, ICD) 5 . NKp46 caps with ecto-CRT in NK immune synapses formed with ecto-CRT-bearing target cells. ER stress, induced by ZIKV infection, ICD-causing chemotherapy drugs and some senescence activators, externalizes CRT and triggers NKp46 signaling. NKp46-mediated killing is inhibited by CRT knockout or knockdown or anti-CRT antibodies and is enhanced by ectopic expression of GPI-anchored CRT. NCR1/Ncr1 -deficient human and mouse NK are impaired in killing ZIKV-infected, ER-stressed, and senescent cells and cancer cells that endogenously or ectopically express ecto-CRT. Importantly, NKp46 recognition of ecto-CRT controls the growth of B16 melanoma and RAS-driven lung cancer in mouse models and enhances tumor-infiltrating NK degranulation and cytokine secretion. Thus, ecto-CRT is a danger-associated molecular pattern (DAMP) that is an endogenous NKp46 ligand that promotes innate immune elimination of ER-stressed cells.

The determination of a protein's structure is often a first step towards the development of a mechanistic understanding of its function. Considerable advances in computational protein structure prediction have been made in recent years, with AlphaFold2 (AF2) emerging as the primary tool used by researchers for this purpose. While AF2 generally predicts accurate structures of folded proteins, we present here a case where AF2 incorrectly predicts the structure of a small, folded and compact protein with high confidence. This protein, pro-interleukin-18 (pro-IL-18), is the precursor of the cytokine IL-18. Interestingly, the structure of pro-IL-18 predicted by AF2 matches that of the mature cytokine, and not the corresponding experimentally determined structure of the pro-form of the protein. Thus, while computational structure prediction holds immense promise for addressing problems in protein biophysics, there is still a need for experimental structure determination, even in the context of small well-folded, globular proteins.

SARS-CoV-2 is a highly pathogenic virus that evades anti-viral immunity by interfering with host protein synthesis, mRNA stability, and protein trafficking. The SARS-CoV-2 nonstructural protein 1 (Nsp1) uses its C-terminal domain to block the mRNA entry channel of the 40S ribosome to inhibit host protein synthesis. However, how SARS-CoV-2 circumvents Nsp1-mediated suppression for viral protein synthesis and if the mechanism can be targeted therapeutically remain unclear. Here we show that N- and C-terminal domains of Nsp1 coordinate to drive a tuned ratio of viral to host translation, likely to maintain a certain level of host fitness while maximizing replication. We reveal that the SL1 region of the SARS-CoV-2 5’ UTR is necessary and sufficient to evade Nsp1-mediated translational suppression. Targeting SL1 with locked nucleic acid antisense oligonucleotides (ASOs) inhibits viral translation and makes SARS-CoV-2 5’ UTR vulnerable to Nsp1 suppression, hindering viral replication in vitro at a nanomolar concentration. Thus, SL1 allows Nsp1 to switch infected cells from host to SARS-CoV-2 translation, presenting a therapeutic target against COVID-19 that is conserved among immune-evasive variants. This unique strategy of unleashing a virus’ own virulence mechanism against itself could force a critical trade off between drug resistance and pathogenicity.

SUMMARY CARD8 is a germline-encoded pattern recognition receptor that detects intracellular danger signals. Like the related inflammasome sensor NLRP1, CARD8 undergoes constitutive autoprocessing within its function-to-find domain (FIIND), generating two polypeptides that stay associated and autoinhibited. Certain pathogen- and danger-associated activities, including the inhibition of the serine dipeptidases DPP8 and DPP9 (DPP8/9), induce the proteasome-mediated degradation of the N-terminal (NT) fragment, releasing the C-terminal (CT) fragment to form a caspase-1 activating inflammasome. DPP8/9 also bind directly to the CARD8 FIIND, but the role that this interaction plays in CARD8 inflammasome regulation is not yet understood. Here, we solved several cryo-EM structures of CARD8 bound to DPP9, with or without the DPP inhibitor Val-boroPro (VbP), which revealed a ternary complex composed of one DPP9, the full-length CARD8, and one CARD8-CT. Through structure-guided biochemical and cellular experiments, we demonstrated that DPP9’s structure restrains CARD8-CT after proteasomal degradation. Moreover, although DPP inhibitors do not directly displace CARD8 from DPP9 in vitro , we show that they can nevertheless destabilize this complex in cells. Overall, these results demonstrate that DPP8/9 inhibitors cause CARD8 inflammasome activation via at least two distinct mechanisms, one upstream and one downstream of the proteasome.

Abstract Self-assortation of progenitor cells during development is essential for establishment of distinct tissue identity. This is exemplified in the eye, where the early optic cup is divided into the neural retina (NR) in the center and the ciliary margin (CM) in the periphery. Previous studies have demonstrated that Wnt signaling is required for specification of the CM, but here we show that genetic ablation of Wnt signaling mediator β-catenin in the peripheral optic cup failed to prevent the formation of the CM-derived ciliary body and iris in adult animals. Mosaic analysis revealed that this was only partially due to loss of adherens junctions among β-catenin deficient cells, which were preferentially excluded from the CM. Even in β-catenin mutant cells that can maintain adherens junctions, their inability to mediate Wnt signaling resulted in a change from P-cadherin to N-cadherin expression. We showed that this cadherin switch was sufficient to segregate otherwise identical cells into separate clusters. As a result, the ciliary body and iris were still formed after inactivation of Wnt signaling in the peripheral retina. These results showed that the dual functions of β-catenin in adherens junction and Wnt signaling are required for the passive cell competition to constitute retinal compartments.

Abstract The forkhead box O1 (FOXO1) transcription factor plays critical roles in regulating not only metabolic activity but also angiogenesis in the vascular endothelium 1–4 . Our previous studies show that epsin endocytic adaptors can regulate both angiogenesis and lymphangiogenesis 5–7 . Endothelial cells (ECs) lining the inside of blood vessels are continuously exposed to circulating insulin and insulin-like growth factors (IGFs). Emerging evidences suggest that ECs can affect β-cell function 8–11 . Excessive IGF2, especially elevated local IGF2 levels in islets, may represent a risk factor for developing diabetes 12–15 ; however, the underlying molecular mechanisms by which aberrant angiogenesis and endothelium-derived factors regulate pancreatic β-cell function in diabetes remain unclear. Here, we report that the pancreas of diabetic patients as well as the pancreas, skin, and plasma of streptozotocin/high fat diet (STZ/HFD)-induced diabetic mice and db/db mice contains excess IGF2, which can lead to β-cell dysfunction and apoptosis. Single-cell transcriptomics combined with mass spectrometry analysis reveal that endothelial-specific knockout of FOXO1 increases circulating soluble and cell-membrane or intracellular expression levels of IGF type 2 receptor (IGF2R) and CCCTC-binding factor (CTCF), while decreasing IGF2 levels in diabetes. Both IGFR2 15–17 and CTCF 18–21 can reduce IGF2 levels and may ameliorate β-cell decline associated with excess IGF2 in diabetes. Furthermore, depletion of FOXO1, epsins, or knockdown of ULK1 inhibits autophagy formation in ECs, preventing degradation of vascular endothelial growth factor receptor 2 (VEGFR2) to promote angiogenesis and improve wound healing in diabetes. Our findings reveal that endothelial FOXO1 regulates epsin-dependent angiogenesis and affects β-cell function and fate through CTCF and IGF2-IGF2R, providing a potential strategy for ameliorating diabetes and accelerating cutaneous wound healing.