Abstract To sustain growth in fluctuating environments microbial organisms must respond appropriately. The response generally requires the synthesis of novel proteins, but this synthesis can be impeded due to the depletion of biosynthetic precursors when growth conditions vary. Microbes must thus devise effective response strategies to manage depleting precursors. To better understand these strategies, we here investigate the active response of Escherichia coli to changes in nutrient conditions, connecting transient gene-expression behavior to growth phenotypes. By synthetically modifying the gene expression during changing growth conditions, we show how the competition by genes for the limited protein synthesis capacity constrains the cellular response. Despite this constraint, cells substantially express genes that are not required, severely slowing down the response. These findings highlight that cells do not optimize growth and recovery in every encountered environment but rather exhibit hardwired response strategies that may have evolved to promote growth and fitness in their native environment and include the regulation of multiple genes. The constraint and the suboptimality of the cellular response uncovered in this study provides a conceptual framework relevant for many research applications, from the prediction of evolution and adaptation to the improvement of gene circuits in biotechnology.

To swim and navigate, motile bacteria synthesize a complex motility machinery involving flagella, motors, and a sensory system. A myriad of studies has elucidated the molecular processes involved, but less is known about the coordination of motility expression with cellular physiology: In Escherichia coli , motility genes are strongly upregulated in nutrient-poor conditions compared to nutrient-replete conditions; yet a quantitative link to cellular motility has not been developed. Here, we systematically investigate gene expression, swimming behavior, and cell growth across a broad spectrum of exponential growth condition. We establish that E. coli up-regulates the expression of motility genes at slow growth to compensate for reduction in cell size, such that the number of flagella per cell is maintained across conditions. The observed 4-5 flagella per cell is the minimum number needed to keep the majority of cells motile. This simple regulatory objective allows E. coli cells to remain motile across a broad range of growth conditions while keeping the biosynthetic and energetic demands to establish and drive the motility machinery at the minimum needed. Given the strong reduction in flagella synthesis resulting from cell size increases at fast growth, our findings also provide a novel physiological perspective on bacterial cell size control: A larger cell-size at fast growth is an efficient strategy to increase the allocation of cellular resources to the synthesis of those proteins required for fast growth, while maintaining processes such as motility which are only needed on a per-cell basis.

Abstract Effective coordination of cellular processes is critical to ensure the competitive growth of microbial organisms. Pivotal to this coordination is the appropriate partitioning of cellular resources between protein synthesis via translation and the metabolism needed to sustain it. Here, we extend a low-dimensional allocation model to describe the dynamic control of this resource partitioning. At the core of this regulation is the optimal coordination of metabolic and translational fluxes, mechanistically achieved via the perception of charged- and uncharged-tRNA turnover. An extensive comparison with ≈ 60 data sets from Escherichia coli establishes this regulatory mechanism’s biological veracity and demonstrates that a remarkably wide range of growth phenomena in and out of steady state can be predicted with quantitative accuracy. This predictive power, achieved with only a few biological parameters, cements the preeminent importance of optimal flux regulation across conditions and establishes low-dimensional allocation models as an ideal physiological framework to interrogate the dynamics of growth, competition, and adaptation in complex and ever-changing environments.

Small intestine motility and its ensuing flow of luminal content impact both nutrient absorption and bacterial growth. To explore this interdependence we introduce a biophysical description of intestinal flow and absorption. Rooted in observations of mice we identify the average flow velocity as the key control of absorption efficiency and bacterial growth, independently of the exact contraction pattern. We uncover self-regulation of contraction and flow in response to nutrients and bacterial levels to promote efficient absorption while restraining detrimental bacterial overgrowth.

Propionate and butyrate are major fermentation products released during the anaerobic growth of bacteria in the large intestine with strong implications on host health. While the different metabolic pathways leading to the release of these products are biochemically well characterized, less is known about their relative abundances across hosts and conditions. Here, we introduce a bioinformatics pipeline which connects pathway analyses, gene identification via sequence homology, and the screening of metagenomic samples to systematically identify the abundances of propionate producing pathways across individuals and in relation to butyrate producing pathways. We found that on average 36% of all genomes of a gut microbiota carried propionate producing pathways with the sodium-pumping succinate pathway being the most prevalent. This pathway abundance was anti-correlated to the abundance of butyrate pathways and greatly depended on host physiology. For example, propionate pathway abundance varied strongly among infants with a substantially higher abundance in vaginally than C-section born infants, increased in early adulthood, and decreased again with higher ages. This is in strong contrast to the known variation of butyrate pathway abundance, which is close to zero in infants and steadily increases with age. These results highlight the contrasting prevalence of both fermentation products at the individual level with shifts in microbiota composition resulting in strong consequences on the amount of butyrate and propionate available to the host.

Abstract Fermentation products released by the gut microbiota provide energy and important regulatory functions to the host. Yet, little quantitative information is available on the metabolite exchange between the microbiota and the human host, and thus the effective doses of fermentation products. Here, we introduce an integrative framework combining experimental characterization of major gut bacteria with a quantitative analysis of human digestive physiology to put numbers on this exchange and its dependence on diet and microbiota composition. From the complex carbohydrates fueling microbiota growth, we find most carbon ends up in fermentation products which are largely utilized by the host. This harvest of mixed fermentation products varies strongly with diet, from between 100-700 mmol/day within the US population to up to 1300 for the Hadza people of Tanzania. Accordingly, fermentation products cover between 2% and 12% of the daily energy demand of human hosts, substantially less than the 21±4% estimated for laboratory mice. In contrast, microbiota composition has little impact on the total daily harvest but determines the harvest of specific fermentation products. Butyrate, known for promoting epithelial health, shows the biggest variation. Our framework thus identifies and quantifies major factors driving the metabolic interactions and exchange of information between microbiota and host, crucial to mechanistically dissect the role of the microbiota in health and disease.

Abstract The human large intestine contains a highly dynamic microbial ecosystem, where growing cells replenish the biomass regularly lost via feces. Growth is primarily fueled by complex carbohydrates, which enter together with luminal fluids from the small intestine, depending on meal intake and with strong variations throughout the day. To elucidate how these variations shape microbial population dynamics, we introduce a mathematical model incorporating intestinal fluid flow, gut motility, and microbial growth. The model findings demonstrate how the expandable nature of the proximal colon, the presence of a pouch-like cecum, and the periodic exit of luminal contents in large batches in combination maintain a stable microbial population in the proximal large intestine, making it the primary region of microbial growth along the gut. The system promotes an efficient growth filter, fostering the proliferation of fast-growing primary fermenters while washing out slower-growing species. The microbial population also undergoes several daily bottlenecks, resulting in a small effective population size, N e ∼ 10 7 −10 11 cells, shaping evolution and competition dynamics. Diurnal fluctuations further cause substantial flow-dependent variations in the host’s uptake of fermentation products, the most abundant microbial metabolites constituting an important energy source for the host. These findings underscore the highly intertwined and rapid turnover dynamics of the gut microbiota, set by microbial and host-controlled characteristics, and of preeminent importance for a mechanistic understanding of host-microbiota interactions.

Abstract Understanding how cells regulate their growth rate, macromolecular composition, and size have been central topics in the study of microbial physiology for the better part of a century. However, we lack a mechanistic understanding of how cells so tightly coordinate biosynthesis and size control across diverse environments. In this work, we present a biophysical model of cell size control that quantitatively predicts how rod-shaped bacterial cells such as E. coli regulate their surface-to-volume ratio as a function of their composition. Central to this theory is a biochemical constraint that the protein density within the cell membranes and the macromolecular density within the cell cytoplasm are strictly controlled and kept at a constant ratiometric value. Through a reanalysis of more than 30 published data sets coupled with our own experiments, we demonstrate that this theory quantitatively predicts how the surface-to-volume ratio scales with the total RNA-to-protein ratio. We further test and confirm this theory by directly adjusting the RNA-to-protein ratio through genetic control of cellular ppGpp concentrations. This work demonstrates that cellular composition, rather than the growth rate, drives the regulation of cell geometry and provides a candidate biophysical mechanism for how cell size homeostasis is manifest.