Fetal hemoglobin (HbF) reactivation expression through CRISPR-Cas9 is a promising strategy for the treatment of sickle cell disease (SCD). Here, we describe a genome editing strategy leading to reactivation of HbF expression by targeting the binding sites (BSs) for the lymphoma-related factor (LRF) repressor in the γ-globin promoters. CRISPR-Cas9 treatment in healthy donor (HD) and patient-derived HSPCs resulted in a high frequency of LRF BS disruption and potent HbF synthesis in their erythroid progeny. LRF BS disruption did not impair HSPC engraftment and differentiation but was more efficient in SCD than in HD cells. However, SCD HSPCs showed a reduced engraftment and a myeloid bias compared with HD cells. We detected off-target activity and chromosomal rearrangements, particularly in SCD samples (likely because of the higher overall editing efficiency) but did not impact the target gene expression and HSPC engraftment and differentiation. Transcriptomic analyses showed that the editing procedure results in the up-regulation of genes involved in DNA damage and inflammatory responses, which was more evident in SCD HSPCs. This study provides evidence of efficacy and safety for an editing strategy based on HbF reactivation and highlights the need of performing safety studies in clinically relevant conditions, i.e., in patient-derived HSPCs. Fetal hemoglobin (HbF) reactivation expression through CRISPR-Cas9 is a promising strategy for the treatment of sickle cell disease (SCD). Here, we describe a genome editing strategy leading to reactivation of HbF expression by targeting the binding sites (BSs) for the lymphoma-related factor (LRF) repressor in the γ-globin promoters. CRISPR-Cas9 treatment in healthy donor (HD) and patient-derived HSPCs resulted in a high frequency of LRF BS disruption and potent HbF synthesis in their erythroid progeny. LRF BS disruption did not impair HSPC engraftment and differentiation but was more efficient in SCD than in HD cells. However, SCD HSPCs showed a reduced engraftment and a myeloid bias compared with HD cells. We detected off-target activity and chromosomal rearrangements, particularly in SCD samples (likely because of the higher overall editing efficiency) but did not impact the target gene expression and HSPC engraftment and differentiation. Transcriptomic analyses showed that the editing procedure results in the up-regulation of genes involved in DNA damage and inflammatory responses, which was more evident in SCD HSPCs. This study provides evidence of efficacy and safety for an editing strategy based on HbF reactivation and highlights the need of performing safety studies in clinically relevant conditions, i.e., in patient-derived HSPCs.

Reactivation of fetal hemoglobin (HbF) expression through clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR)/Cas9-mediated disruption of regulatory elements involved in γ-globin gene repression is a promising gene therapy strategy for the treatment of sickle cell disease (SCD). However, preclinical studies aimed at optimizing the genome editing process and evaluating the safety of the editing strategy are necessary to translate this approach to the clinics. This is particularly relevant in the context of SCD, a disease characterized by inflammation, which can affect hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs), the target cell population in gene therapy approaches for hematopoietic disorders. Here, we describe a genome editing strategy leading to therapeutically relevant reactivation of HbF expression by targeting the binding sites (BSs) for the leukemia/lymphoma related factor (LRF) transcriptional repressor in the HBG1 and HBG2 γ-globin promoters. Electroporation of Cas9 ribonucleoprotein and single guide RNA (sgRNA) targeting the HBG promoters in healthy donor (HD) and patient-derived HSPCs resulted in a high frequency of LRF BS disruption and potent HbF synthesis in their erythroid progeny differentiated in vitro and ex vivo after transplantation into immunodeficient mice. LRF BS disruption did not impair SCD and HD HSPC engraftment and differentiation, but was more efficient in SCD than in HD cells. However, SCD HSPCs showed a reduced engraftment and a myeloid bias compared to HD cells. Importantly, in primary HSPCs, we detected off-target activity and the intra- and inter-chromosomal rearrangements between on- and off-target sites, which were more pronounced in SCD samples (likely because of the higher overall editing efficiency), but did not impact the target gene expression. Off-target activity was observed in vitro and in vivo, thus indicating that it does not impair engraftment and differentiation of both SCD and HD HSPCs. Finally, transcriptomic analyses showed that the genome editing procedure results in the upregulation of genes involved in DNA damage and inflammatory responses in both HD and SCD samples, although gene dysregulation was more evident in SCD HSPCs. Overall, this study provides evidences of feasibility, efficacy and safety for a genome editing strategy based on HbF reactivation and highlights the need of performing safety studies, when possible, in clinically relevant conditions, i.e., in patient-derived HSPCs.

Abstract Sickle cell disease (SCD) is due to a mutation in the β-globin ( HBB ) gene causing the production of the toxic sickle hemoglobin (HbS, a 2 β S 2 ). Transplantation of autologous hematopoietic stem/progenitor cells (HSPCs) transduced with lentiviral vectors (LVs) expressing an anti-sickling β-globin (βAS) is a promising treatment; however, it is only partially effective and patients still present elevated HbS levels. Here, we developed a bifunctional LV expressing βAS3-globin and an artificial microRNA (amiR) specifically downregulating β S -globin expression with the aim of reducing HbS levels and favoring βAS3 incorporation into Hb tetramers. Efficient transduction of SCD HSPC by the bifunctional LV led to a substantial decrease of β S -globin transcripts in HSPC-derived erythroid cells, a significant reduction of HbS + red cells and effective correction of the sickling phenotype, outperforming βAS gene addition and BCL11A gene silencing strategies. The bifunctional LV showed a standard integration profile and neither the HSPC viability, engraftment and multi-lineage differentiation nor the erythroid transcriptome and miRNAome were affected by the treatment, confirming the safety of this therapeutic strategy. In conclusion, the combination of gene addition and gene silencing strategies can improve the efficacy of current LV-based therapeutic approaches without increasing the mutagenic vector load, thus representing a novel treatment for SCD.

The structure and function of the mitochondrial network are finely regulated. Among the proteins involved in these regulations, mitochondrial dynamics actors have been reported to regulate the apoptotic process. We show here in the Drosophila model that the mitophagy inducers, PINK1 (PTEN-induced putative kinase 1) and BNIP3 (Bcl-2 Interacting Protein 3), modulate mitochondrial apoptosis differently. If close links between the fission-inducing protein DRP1 and Bcl-2 family proteins, regulators of apoptosis, are demonstrated, the connection between mitophagy and apoptosis is still poorly understood. In Drosophila, we have shown that Rbf1, a homolog of the oncosuppressive protein pRb, induces cell death in proliferating larval tissues through a mechanism involving the interaction of Drp1 with Debcl, a pro-apoptotic protein of the Bcl-2 family. This interaction is necessary to induce mitochondrial fission, ROS production, and apoptosis. To better understand the interactions between the proteins involved in mitochondrial homeostasis and the apoptotic process, we focused on the role of two known players in mitophagy, the proteins PINK1 and BNIP3, during mitochondrial apoptosis induced by Rbf1 and Debcl in a proliferating Drosophila larval tissue. We show that Rbf1- or Debcl-induced apoptosis is accompanied by mitophagy. Interestingly, PINK1 and BNIP3 have distinct effects in regulating cell death. PINK1 promotes rbf1- or debcl-induced apoptosis, whereas BNIP3 protects against Rbf1-induced apoptosis but reduces Debcl-induced tissue loss without inhibiting Debcl-induced cell death. Furthermore, our results indicate that BNIP3 is required to induce basal mitophagy while PINK1 is responsible for mitophagy induced by rbf1 overexpression. These results highlight the critical role of mitophagy regulators in controlling homeostasis and cell fate.