Abstract Mitotic spindle microtubules (MTs) undergo continuous poleward flux, whose driving force and function in humans remain unclear. Here, we combined loss-of-function screenings with analysis of MT dynamics in human cells to investigate the molecular mechanisms underlying MT-flux. We report that kinesin-7/CENP-E at kinetochores (KTs) is the predominant driver of MT-flux in early prometaphase, while kinesin-4/KIF4A on chromosome arms facilitates MT-flux during late prometaphase and metaphase. We show that both of these activities work in coordination with MT-crosslinking motors kinesin-5/EG5 and kinesin-12/KIF15. Our data further indicate that MT-flux driving force is transmitted from non-KT MTs to KT-MTs via MT-coupling by HSET and NuMA. Moreover, we found that MT-flux rate correlates with spindle size and this correlation depends on the establishment of stable end-on KT-MT attachments. Strikingly, we revealed that flux is required to counteract the kinesin 13/MCAK-dependent MT-depolymerization to regulate spindle length. Thus, our study demonstrates that MT-flux in human cells is driven by the coordinated action of four kinesins, and is required to regulate mitotic spindle size in response to MCAK-mediated MT-depolymerizing activity at KTs.

Summary Cell proliferation is central to epithelial tissue development, repair and homeostasis. During cell division, small RhoGTPases control both actomyosin dynamics and cell-cell junction remodelling to faithfully segregate the duplicated genome while maintaining tissue polarity and integrity. To decipher the mechanisms of RhoGTPases spatiotemporal regulation during epithelial cell division, we generated a transgenic fluorescently tagged library for Drosophila Rho Guanine exchange factors (GEF) and GTPase activating proteins (GAP), and systematically characterized their endogenous distributions by time- lapse microscopy. Thereby, we unveiled candidate regulators of the interplay between actomyosin and junctional dynamics during epithelial cell division. Building on these findings, we uncovered that during cytokinesis, Cysts and RhoGEF4 play sequential roles in mechanosensing and de novo junction formation, respectively. We foresee that the RhoGEF/GAP library will be a key resource to understand the broad range of biological processes regulated by RhoGTPases.

Abstract Apical-basal polarity is an essential epithelial trait controlled by the evolutionarily conserved PAR-aPKC polarity network. Deregulation of polarity proteins disrupts tissue organization during development and in disease, but the underlying mechanisms are unclear due to the broad implications of polarity loss. Here, we uncovered how Drosophila aPKC maintains epithelial architecture by directly observing tissue disorganization after fast optogenetic inactivation in living adult flies and ovaries cultured ex vivo . We show that fast aPKC perturbation in the proliferative follicular epithelium produces large epithelial gaps that result from increased apical constriction, rather than loss of apical-basal polarity. Accordingly, we could modulate the incidence of epithelial gaps by increasing and decreasing actomyosin-driven contractility. We traced the origin of epithelial gaps to tissue rupture next to dividing cells. Live imaging shows that aPKC perturbation rapidly induces apical constriction in non-mitotic cells, producing pulling forces that ultimately detach dividing and neighbouring cells. We further demonstrate that epithelial rupture requires a global increase of apical constriction, since it was prevented by the presence of non-constricting cells. Conversely, a global induction of apical tension through light-induced recruitment of RhoGEF2 to the apical side was sufficient to produce tissue rupture. Hence, our work reveals that the roles of aPKC in polarity and actomyosin regulation are separable and provides the first in vivo evidence that excessive tissue stress can break the epithelial barrier during proliferation.

SUMMARY Trim-Away is a powerful new technology that exploits off-the-shelf antibodies and the E3 RING ligase and cytosolic antibody receptor TRIM21 to carry out rapid protein depletion. How TRIM21 is catalytically-activated upon substrate engagement during either its normal immune function or when re-purposed for targeted protein degradation is unknown. Here we show that a mechanism of substrate-induced clustering triggers intermolecular dimerization of the RING domain to switch on the ubiquitination activity of TRIM21 and induce an antiviral response or drive Trim-Away. We harness this mechanism to expand the Trim-Away toolbox with highly-active TRIM21-nanobody chimeras that can also be controlled optogenetically. This work provides a mechanism for cellular activation of TRIM RING ligases and has important implications for targeted protein degradation technologies.

The strength of the Spindle Assembly Checkpoint (SAC) depends on the amount of the Mad1-C-Mad2 heterotetramer at kinetochores but also on its binding to Megator/Tpr at nuclear pore complexes (NPCs) during interphase. However, the molecular underpinnings controlling the spatiotemporal redistribution of Mad1-C-Mad2 as cells progress into mitosis remain elusive. Here, we show that Mps1-mediated phosphorylation of Megator/Tpr abolishes its interaction with Mad1 in vitro and in Drosophila cells. Timely activation of Mps1 during prophase triggers Mad1 release from NPCs, which we find to be required for competent kinetochore recruitment of Mad1-C-Mad2 and robust checkpoint response. Importantly, preventing Mad1 binding to Megator/Tpr rescues the fidelity of chromosome segregation and aneuploidy in larval neuroblasts of Drosophila mps1-null mutants. Our findings demonstrate that the subcellular localization of Mad1 is stringently coordinated with cell cycle progression by kinetochore-extrinsic activity of Mps1. This ensures that both NPCs in interphase and kinetochores in mitosis can generate anaphase inhibitors to efficiently preserve genomic stability.

ABSTRACT Cytokinesis physically separates daughter cells at the end of cell division. This step is particularly challenging for epithelial cells, which are connected to their neighbors and to the extracellular matrix by transmembrane protein complexes. To systematically evaluate the impact of the cell adhesion machinery on epithelial cytokinesis efficiency, we performed an RNAi-based modifier screen in the Drosophila follicular epithelium. Strikingly, this unveiled adhesion molecules and transmembrane receptors that facilitate cytokinesis completion. Among these is Dystroglycan, which connects the extracellular matrix to the cytoskeleton via Dystrophin. Live imaging revealed that Dystrophin and Dystroglycan become enriched in the ingressing membrane, below the cytokinetic ring, during and after ring constriction. Using multiple alleles, including Dystrophin isoform-specific mutants, we show that Dystrophin/Dystroglycan localization is linked with unanticipated roles in regulating cytokinetic ring contraction and in preventing membrane regression during the abscission period. Altogether, we provide evidence that, rather than opposing cytokinesis completion, the machinery involved in cell-cell and cell-matrix interactions has also evolved functions to ensure cytokinesis efficiency in epithelial tissues.

Apical-basal polarity underpins the formation of specialized epithelial barriers that are critical for metazoan physiology. Although apical-basal polarity is long known to require the basolateral determinants Lethal Giant Larvae (Lgl), Discs Large (Dlg) and Scribble (Scrib), mechanistic understanding of their function is limited. Lgl plays a role as an aPKC inhibitor, but it remains unclear whether Lgl also forms a complex with Dlg or Scrib. Using fluorescence recovery after photobleaching, we show that Lgl does not form immobile complexes at the lateral domain of Drosophila follicle cells. Optogenetic depletion of plasma membrane phosphatidylinositol 4,5-biphosphate (PIP2) or Dlg removal accelerate Lgl cortical dynamics. However, whereas Lgl turnover relies on PIP2 binding, Dlg and Scrib are only required for Lgl localization and dynamic behavior in the presence of aPKC function. Furthermore, light-induced oligomerization of basolateral proteins indicate that Lgl is not part of the Scrib-Dlg complex in vivo. Thus, Scrib-Dlg are necessary to repress aPKC activity in the lateral domain but do not provide cortical binding sites for Lgl. Our work therefore highlights that Lgl does not act in a complex but in parallel with Scrib-Dlg to antagonize apical determinants.