With the use of synthetic biology, we reduced the Escherichia coli K-12 genome by making planned, precise deletions. The multiple-deletion series (MDS) strains, with genome reductions up to 15%, were designed by identifying nonessential genes and sequences for elimination, including recombinogenic or mobile DNA and cryptic virulence genes, while preserving good growth profiles and protein production. Genome reduction also led to unanticipated beneficial properties: high electroporation efficiency and accurate propagation of recombinant genes and plasmids that were unstable in other strains. Eradication of stress-induced transposition evidently stabilized the MDS genomes and provided some of the new properties.

Thirteen bacterial DNA methyltransferases that catalyze the formation of 5-methylcytosine within specific DNA sequences possess related structures. Similar building blocks (motifs), containing invariant positions, can be found in the same order in all thirteen sequences. Five of these blocks are highly conserved while a further five contain weaker similarities. One block, which has the most invariant residues, contains the proline-cysteine dipeptide of the proposed catalytic site. A region in the second half of each sequence is unusually variable both in length and sequence composition. Those methyltransferases that exhibit significant homology in this region share common specificity in DNA recognition. The five highly conserved motifs can be used to discriminate the known 5-methylcytosine forming methyltransferases from all other methyltransferases of known sequence, and from all other identified proteins in the PIR, GenBank and EMBL databases. These five motifs occur in a mammalian methyltransferase responsible for the formation of 5-methylcytosine within CG dinucleotides. By searching the unidentified open reading frames present in the GenBank and EMBL databases, two potential 5-methylcytosine forming methyltransferases have been found.

ABSTRACT We report the complete 43,359-bp sequence of the locus of enterocyte effacement (LEE) from EDL933, an enterohemorrhagic Escherichia coli O157:H7 serovar originally isolated from contaminated hamburger implicated in an outbreak of hemorrhagic colitis. The locus was isolated from the EDL933 chromosome with a homologous-recombination-driven targeting vector. Recent completion of the LEE sequence from enteropathogenic E. coli (EPEC) E2348/69 afforded the opportunity for a comparative analysis of the entire pathogenicity island. We have identified a total of 54 open reading frames in the EDL933 LEE. Of these, 13 fall within a putative P4 family prophage designated 933L. The prophage is not present in E2348/69 but is found in a closely related EPEC O55:H7 serovar and other O157:H7 isolates. The remaining 41 genes are shared by the two complete LEEs, and we describe the nature and extent of variation among the two strains for each gene. The rate of divergence is heterogeneous along the locus. Most genes show greater than 95% identity between the two strains, but other genes vary more than expected for clonal divergence among E. coli strains. Several of these highly divergent genes encode proteins that are known to be involved in interactions with the host cell. This pattern suggests recombinational divergence coupled with natural selection and has implications for our understanding of the interaction of both pathogens with their host, for the emergence of O157:H7, and for the evolutionary history of pathogens in general.

ABSTRACT Escherichia coli DH10B was designed for the propagation of large insert DNA library clones. It is used extensively, taking advantage of properties such as high DNA transformation efficiency and maintenance of large plasmids. The strain was constructed by serial genetic recombination steps, but the underlying sequence changes remained unverified. We report the complete genomic sequence of DH10B by using reads accumulated from the bovine sequencing project at Baylor College of Medicine and assembled with DNAStar's SeqMan genome assembler. The DH10B genome is largely colinear with that of the wild-type K-12 strain MG1655, although it is substantially more complex than previously appreciated, allowing DH10B biology to be further explored. The 226 mutated genes in DH10B relative to MG1655 are mostly attributable to the extensive genetic manipulations the strain has undergone. However, we demonstrate that DH10B has a 13.5-fold higher mutation rate than MG1655, resulting from a dramatic increase in insertion sequence (IS) transposition, especially IS 150 . IS elements appear to have remodeled genome architecture, providing homologous recombination sites for a 113,260-bp tandem duplication and an inversion. DH10B requires leucine for growth on minimal medium due to the deletion of leuLABCD and harbors both the relA1 and spoT1 alleles causing both sensitivity to nutritional downshifts and slightly lower growth rates relative to the wild type. Finally, while the sequence confirms most of the reported alleles, the sequence of deoR is wild type, necessitating reexamination of the assumed basis for the high transformability of DH10B.

The evolution of resistance to a single antibiotic is frequently accompanied by increased resistance to multiple other antimicrobial agents. In sharp contrast, very little is known about the frequency and mechanisms underlying collateral sensitivity. In this case, genetic adaptation under antibiotic stress yields enhanced sensitivity to other antibiotics. Using large‐scale laboratory evolutionary experiments with Escherichia coli , we demonstrate that collateral sensitivity occurs frequently during the evolution of antibiotic resistance. Specifically, populations adapted to aminoglycosides have an especially low fitness in the presence of several other antibiotics. Whole‐genome sequencing of laboratory‐evolved strains revealed multiple mechanisms underlying aminoglycoside resistance, including a reduction in the proton‐motive force (PMF) across the inner membrane. We propose that as a side effect, these mutations diminish the activity of PMF‐dependent major efflux pumps (including the AcrAB transporter), leading to hypersensitivity to several other antibiotics. More generally, our work offers an insight into the mechanisms that drive the evolution of negative trade‐offs under antibiotic selection.

Significance Current tools for bacterial genome engineering suffer from major limitations. They have been optimized for a few laboratory model strains, lead to the accumulation of numerous undesired, off-target modifications, and demand extensive modification of the host genome prior to large-scale editing. Herein, we address these problems and present a simple, all-in-one solution. By utilizing a highly conserved mutant allele of the bacterial mismatch-repair system, we were able to gain unprecedented precision in the control over the generation of desired modifications in multiple bacterial species. These results have broad implications with regards to both biotechnological and clinical applications.

Escherichia coli is a well-established, and popular host for heterologous expression of proteins. The preference in the choice of synonymous codons (codon bias), however, might differ for the host and the original source of the recombinant protein, constituting a potential bottleneck in production. Codon choice affects the efficiency of translation by a complex and poorly understood mechanism. The availability of certain tRNA species is one of the factors that may curtail the capacity of translation. Here we provide a tRNA-overexpressing strategy that allows the resolution of the codon bias, and boosts the translational capacity of the popular host BL21(DE3) when rare codons are encountered. In BL21(DE3)-derived strain, called SixPack, copies of the genes corresponding to the six least abundant tRNA species have been assembled in a synthetic fragment and inserted into a ribosomal RNA operon. This arrangement, while not interfering with the growth properties of the new strain, allows dynamic control of the transcription of the extra tRNA genes, providing significantly elevated levels of the rare tRNAs in exponential growth phase. Results from expression assays of a panel of heterologous proteins of diverse origin and codon composition showed that the performance of SixPack surpassed that of the parental BL21(DE3) or a related strain equipped with a rare tRNA-expressing plasmid.